educbiotecnologia - Medioambiente y biodiversidad

PRIMERA PARTE: LA CELULOSA

La celulosa es el principal componente de la pared celular de los vegetales y de algunos protoctistas. Se trata de uno de los polisacáridos más abundantes existentes en la tierra, estimándose que cada año, 1015 kg de celulosa son sintetizados y degradados. Desde el punto de vista químico se trata de un carbohidrato complejo e insoluble formado por micro fibrillas de moléculas de glucosa unidas cola con cola. Tanto los papeles como el algodón están formados principalmente por celulosa.

Las celulasas son enzimas extracelulares, producidas por hongos, bacterias y protozoarios, que hidrolizan la celulosa.

La asociación con microorganismos productores de celulosa permite a las termitas y a los rumiantes la digestión de la celulosa.

Las celulasas tienen numerosas aplicaciones: en el procesamiento del café, en la industria textil, en la composición de detergentes y en la producción de papel y celulosa. Su utilización permite el uso de biomasa de celulosa como materia prima para la producción de etanol.

OBJETIVO

Observar la degradación de celulosa por los microorganismos del suelo.

MATERIALES

1 placa de Petri o cualquier otro recipiente plástico con tapa, 1 probeta o una botella de plástico transparente, papel (filtro, toalla, celofán, etc.), algodón, tierra.

PROCEDIMIENTO

Montar los experimentos como se indica en los esquemas y observar la degradación del papel y del algodón a lo largo del tiempo.

NUESTRO COMENTARIO

Este experimento demanda un poco de paciencia porque los resultados se observan luego de casi dos meses de incubación, durante los cuales se debe mantener la humedad del algodón. Como el 90% del algodón es celulosa, también es degradado por los microorganismos del suelo.

Los test realizados con diferentes muestras de suelo, recogidas en el NEDEA (Núcleo Experimental de Estudios Ambientales) pueden observarse en las Figuras 1 y 2.

¿CÓMO MONTAR UN PROYECTO?

- Observar la degradación de un tipo de papel por muestras de diferentes suelos.

- Observar la degradación de diferentes tipos de papeles por una misma muestra de suelo.

- Cuantificar (masa, superficie) la degradación del papel a lo largo del tiempo.

SEGUNDA PARTE: LA PECTINA

La pectina es un carbohidrato vegetal complejo que forma parte de la pared de las células (lamela mediana que une células adyacentes) y, también, se encuentra dentro de ellas (Figura 1). Puede representar entre el 2 y 35% de la pared celular.

En contacto con líquidos, la pectina tiene la capacidad de absorber agua y formar gel, siendo esta propiedad utilizada en la industria de mermeladas.

Las frutas cítricas, la guayaba, algunas variedades de uva y la manzana son consideradas ricas en pectinas. Cuando es necesario, se agrega pectina a las frutas para conseguir su gelificación.

La pectina puede obtenerse del bagazo de frutas (limón, por ejemplo) y sus propiedades gelificantes tienen aplicación en diversas industrias (alimentos, cosméticos, productos farmacéuticos) y también en la medicina.

Como la pectina forma parte de la pared vegetal y de la lamela mediana, su degradación favorece la descomposición natural de los vegetales. Numerosos microorganismos producen pectinasas, es decir, enzimas que degradan la pectina.

En la producción industrial de jugos de frutas y vegetales la pectina debe ser eliminada debido a su capacidad de retener líquido y enturbiar el producto. La acción de las enzimas pectinolíticas (pectinasas) sobre la pectina es un tratamiento utilizado para aumentar el rendimiento del proceso de extracción de jugos y mejorar su calidad.

Figura 1: La estructura de la molécula de pectina

OBJETIVO

Observar la degradación de la pectina por los microorganismos del suelo.

MATERIALES

A. Una placa de Petri o cualquier otro recipiente plástico con tapa; cáscara de fruta cítrica (pomelo, limón, naranja, mandarina), de preferencia con la parte blanca (albedo) espesa; algodón; tierra.

B. Placas de Petri o recipientes de plástico, frutas y vegetales, 1 hisopo.

PROCEDIMIENTO

Montar los experimentos como se indica en los esquemas, observando la degradación de la pectina a lo largo del tiempo.

A. Biodegradación de pectina

B. Biodegradación de frutas y vegetales

Inocular cortes de frutas y vegetales con un hisopo embebido en la pectina degradada en el experimento anterior. Seguir la evolución de la degradación.

NUESTRO COMENTÁRIO

Como todo experimento de biodegradación, éste también demanda de un poco de paciencia porque los resultados requieren varias semanas en observarse y, durante ese tiempo se debe mantener la humedad del medio. Como el 90% del algodón es celulosa, también es degradado por los microorganismos del suelo.

¿CÓMO MONTAR UN PROYECTO?

Observar la degradación del albedo de un cítrico por muestras de diferentes suelos.

Figura 2. Montaje del experimento y degradación de la pectina de toronja (Citrus medica) por los microorganismos del huerto, 2 y 4 semanas después de iniciado el experimento. Se observa también la degradación del algodón (celulosa) a lo largo del tiempo.

02. COMPOSTAJE DE RESIDUOS SÓLIDOS

En condiciones adecuadas, todos los compuestos naturales pueden ser biodegradados. Las poblaciones microbianas mixtas del ambiente degradan las sustancias orgánicas a través de numerosas reacciones, sin que sean necesarios cuidados asépticos o cultivos puros. En condiciones aerobias, los productos finales de la mineralización de la materia orgánica son dióxido de carbono (CO2) y agua; en condiciones anaerobias, se forma biogas.

El compostaje es un proceso biológico aerobio en el cual los microorganismos (hongos y bacterias) degradan la parte orgánica de la basura. Puede aplicarse tanto a los residuos domésticos urbanos y rurales como a los residuos agrícolas y de jardinería, En instalaciones de diversos tipos, desde fermentadores industriales hasta cajas o montículos al aire libre.

En el compostaje, una etapa intermediaria de la mineralización, los propios microorganismos de la basura degradan la materia orgánica previamente fragmentada y mezclada. Al comenzar la biodigestión, la liberación de energía causa un aumento de la temperatura que elimina la mayoría de los microorganismos indeseables (sanitización). A medida que la actividad microbiana disminuye, el sistema se estabiliza y madura hasta perder todo su potencial de biodegradación.

Las condiciones del proceso son optimizadas mediante el control de algunos parámetros tales como la relación carbono/nitrógeno, la presencia de oxígeno, la humedad y la temperatura. El proceso puede ser realizado en sistemas simples (pilas al aire libre), o complejos (silos, bioreactores), siendo necesario en ambos casos, remover manual o mecánicamente el material, para asegurar la aireación durante el proceso de biodigestión.

El tratamiento de los residuos sólidos urbanos (RSU) en usinas de compostaje es un procedimiento alternativo a la incineración y al depósito en basurales o rellenos sanitarios. En estos establecimientos, la separación previa de los componentes permite el reciclado de algunos materiales (metales, vidrio, etc.). La biodegradación aerobia o mineralización de los restos orgánicos los transforma en un material (compost) que es utilizado en actividades de reforestación, para combatir la erosión, en el mejoramiento de los suelos para colmatar terrenos, etc.

PRIMERA PARTE: CONSTRUCCIÓN DE UNA COLUMNA DE COMPOSTAJE

OBJETIVO

Armar una columna de compostaje en el laboratorio didáctico.

MATERIALES

Botellas de plástico, curitas (tipo band aid), cinta aislante, termómetro, cuchillo, tijeras para cortar plástico

PROCEDIMIENTO

Existen diversos modelos de botellas de plástico en el mercado, de modo que la forma de cortar las botellas podrá variar, obviamente, en función del modelo disponible.

El ensamble entre las botellas se refuerza con cinta aislante, una precaución que reduce los riesgos de desmoronamiento.

La ventilación dentro de la columna se mantiene con algunos agujeros cubiertos con curitas (tipo band aid) o gasa sujeta con cinta adhesiva, de modo de evitar la entrada de insectos.

Se inserta un termómetro en la parte interna central o inferior de la columna para indicar la temperatura dentro de la columna, que será comparada con la temperatura ambiente.

Los orificios en la base de la botella inferior (4) permiten el desagüe de líquidos directamente en la base o en un frasco. El uso de una botella cualquiera como base es preferible porque retiene los líquidos y permite colocar una piedra que altere el centro de gravedad, dando mayor estabilidad a la columna.

Figura. La columna de compostaje

NUESTRO COMENTARIO

Existen muchos modelos posibles de columna de compostaje. Recomendamos cubrir los agujeros de aireación y el ensamblaje de la columna de modo a evitar la entrada de moscas u otros insectos.

¿CÓMO MONTAR UN PROYECTO?

- Comparar el desarrollo del proceso de compostaje en columnas de diferentes dimensiones.

- Modificar el diseño de la columna de modo de reducir la pérdida de calor durante el compostaje (papel de periódico, telgopor, etc.).

SEGUNDA PARTE: MONTAJE DE LA COLUMNA

El compostaje es un proceso biológico aerobio en el cual los microorganismos (hongos y bacterias) degradan la parte orgánica de la basura. Las restricciones son pocas, abarcando restos de carne o lácteos y las grasas, porque dan mucho olor y atraen moscas y roedores, así como heces de animales carnívoros (perros, gatos) porque transmiten parásitos. Esta última salvedad no se aplica a los animales herbívoros (vacas, llamas, aves).

En esta etapa se utilizará principalmente basura doméstica: hojas de lechuga, borra de café, hojas de té, restos de frutas (manzana, pera, etc.) También se utilizará papel, césped recién cortado y hojas frescas o secas. Otros materiales serán incluidos en menor proporción: aserrín, recipientes de cartón, olotes de maíz o cáscaras de nueces.

La relación C:N

La velocidad y el éxito del compostaje dependen, en primera instancia, de la relación existente entre el carbono y el nitrógeno, dos elementos indispensables para el crecimiento de la flora microbiana. En presencia de exceso de carbono, el proceso será muy lento o interrumpido. El nitrógeno en exceso produce amonio, dando mal olor.

El oxígeno

El oxígeno es esencial para el desarrollo del proceso. En el fermentador construido con botellas de plástico, las aberturas cubiertas con curitas o gasa permiten la circulación del aire. En algunos casos, es necesario sacudir la comuna para airear el contenido.

El tamaño de los fragmentos

El material debe ser cortado en fragmentos de 2 a 5 cm. Los fragmentos menores se comprimen dificultando la aireación, y los fragmentos mayores muestran poca superficie de contacto con los microorganismos. Conviene fragmentar más material seco (marrón) que fresco (verde). Los fragmentos pueden ser colocados en capas alternadas de material fresco y seco o pueden ser mezclados antes de ser introducidos en la columna.

La humedad

La humedad ideal oscila entre el 50 y el 60%. Más humedad provoca el encharcamiento del material, que entra en anaerobiosis. Menos humedad es desfavorable para el crecimiento microbiano. Se considera el valor de humedad ideal cuando al apretar el material como si fuese una esponja, caen solamente una o dos gotas de agua.

NUESTRO COMENTARIO

La relación ideal entre el carbono y el nitrógeno es de 30:1. ¿Cómo alcanzar esta proporción?

Para algunos, basta con mezclar cantidades iguales de material verde y marrón. Se entiende por material verde al césped recién cortado, las flores viejas, resto de poda, hierbas, algas y plantas marinas, basura fresca y restos de legumbres y frutas. Y, por material marrón, las hojas secas, cajas de papel o cartón.

Otra opción mucho más interesante es utilizar la relación C:N de diversos materiales, que figura en la tabla anexa, para calcular cuánto de cada material tendrá que ser colocado para llegar a la relación 30:1.

Por ejemplo: juntando 1 parte de residuos de alimentos (C:N 0 15), 1 parte de restos de frutas (C:N 0 35), 1 parte de hojas secas (C:N = 60) y una parte de humus (C:N = 10), tendremos una relación C:N = 30:1

TERCERA PARTE: EL COMPOSTAJE DE LOS RESÍDUOS DOMÉSTICOS

En condiciones adecuadas, todos los compuestos naturales pueden ser biodegradados. Las poblaciones microbianas mixtas del ambiente degradan las sustancias orgánicas a través de numerosas reacciones, sin que sean necesarios cuidados asépticos o cultivos puros. En condiciones aerobias, los productos finales de la mineralización de la materia orgánica son dióxido de carbono (CO2) y agua; en condiciones anaerobias, se forma biogas.

En el compostaje, una etapa intermediara de la mineralización, los propios microorganismos de la basura degradan la materia orgánica previamente fragmentada y mezclada. La acción microbiana inicia la degradación de la materia orgánica, liberando energía, CO2, agua y nutrientes (N, P, K, S).

El aumento de la temperatura estimula el crecimiento de una flora termófila, acelerando la descomposición y eliminando los patógenos, huevos de parásitos y semillas de hierbas dañinas (sanitización).

A medida que la actividad microbiana disminuye, el sistema se estabiliza y madura hasta perder todo su potencial de biodegradación. Al final del proceso, el sustrato contendrá nutrientes, compuestos de descomposición lenta (lignina) y ácidos húmicos. El compost se caracteriza por el color (marrón oscuro o negro) y el olor a tierra.

OBJETIVO

Observar las transformaciones de la materia orgánica durante el compostaje.

MATERIALES

Columna de compostaje (Primera parte)

Material para montar la columna (Segunda parte), 2 termómetros.

PROCEDIMIENTO

1. Armar una columna de compostaje.

2. Colocar uno de los termómetros con el bulbo en el interior de la parte inferior de la columna y el otro al lado de la columna.

3. Registrar diariamente la temperatura del interior de la pila, durante la primer semana.

4. Registrar semanalmente los cambios observados: temperatura, pH, aspecto de la basura, olor, tamaño de la pila.

5. Concluir el experimento después de por lo menos un mes, dependiendo del resultados del test de estabilidad.

Test de estabilidad

Humedecer un poco de compost y colocarlo en un frasco. Mantener el frasco bien cerrado, durante varios días. Si al abrir el frasco el olor es agradable, se puede considerar que el compost está estabilizado. De lo contrario o si se observara la formación de micelos, se puede afirmar que el compost aún no está listo.

NUESTRO COMENTARIO

El proceso comienza a temperatura ambiente, con el crecimiento de microorganismos mesófilos (bacterias y hongos) que forman ácidos y liberan energía, provocando el aumento de la temperatura.

Se desarrollan entonces los microorganismos termófilos (bacterias, actinomicetes y hongos) que degradan diversas sustancias (proteínas, grasas, hemicelulosa y celulosa), alcalinizando el pH. Luego de aproximadamente 15 días, la temperatura disminuye hasta alcanzar la temperatura ambiente, favoreciendo el crecimiento de los microorganismos mesófilos (bacterias, actinomicetes y hongos) que neutralizan el pH, degradan lentamente la lignina y forman compuestos húmicos.

A lo largo del compostaje, el volumen de la basura se reduce considerablemente hasta forman el compost, un material de color oscuro y olor agradable a tierra. El test de estabilidad permite verificar si el compost está listo.

OBSERVACIÓN: En las pilas de compostaje al aire libre, que procesan volúmenes mayores a 1 m3, el calor se disipa lentamente y la temperatura interna puede alcanzar los 70 grados Celsius. En el laboratorio de enseñanza, con este modelo de columna, observamos diferencias de 5 grados Celsius en relación con la temperatura ambiente.

¿CÓMO MONTAR UN PROYECTO?

- Comparar el desarrollo de la biodigestión en columnas con otras proporciones C:N (50:1, 15:1).

- Comparar el desarrollo del proceso en condiciones normales y cuando la columna es inoculada con humus de lombriz.

- Comparar el tiempo de degradación de diversos materiales en la columna de compostaje (plásticos, bioplásticos, papeles etc.).

BIBLIOGRAFÍA

BOTTLE BIOLOGY

CORNELL COMPOSTING / COMPOSTING IN SCHOOLS

Los ácidos presentes en la atmósfera, diluidos en el agua de las nubes, precipitan como lluvia ácida en la superficie de la tierra. Si bien, algunas de esas precipitaciones obedecen a causas naturales, como la actividad volcánica, la mayoría son ocasionadas por la actividad industrial humana.

SO2 (g) + H2O (l) à H2SO3 (aq)

SO3 (g) + H2O (l) à H2SO4 (aq)

Una de las causas de la lluvia ácida es la liberación de óxidos de azufre formando ácido sulfúrico al entrar en contacto con agua.

Este tipo de lluvia ácida ocurre en consecuencia de la quema de carbón y de aceites combustibles ricos en azufre, en usinas termoeléctricas, siderúrgicas y otras industrias. Los gases de escape de los vehículos automotores también liberan óxidos de azufre.

OBJETIVO

Estudiar la acción del dióxido de azufre (SO2) sobre la germinación de semillas y el crecimiento de una planta.

MATERIALES

Cuatro bandejas o platos de plástico, 4 vasos de precipitados de 50 ml, papel toalla, algodón, 4 bolsas de plástico transparente, metabisulfito de sodio (Na2S2O5), 4 elásticos, 100 semillas del mismo tipo (arroz, girasol, maíz, mostaza, berro, etc.), 1 probeta, balanza, espátula.

PROCEDIMIENTO

1. Cubrir los platos con papel toalla, distribuir 25 semillas en cada uno y colocar un algodón húmedo sobre el papel toalla. La función de este algodón es mantener la humedad necesaria para la germinación de las semillas.

2. Rotular los vasos de precipitados y pesar el metabisulfito de sodio (0 mg, 0,1 mg, 1mg, 5 mg).

3. Agregar 25 ml de agua en el primer vaso (0 mg, control, sin metabisulfito de sodio). Colocar el vaso dentro de una bolsa de plástico junto con un plato con semillas. Cerrar la bolsa con un elástico. En dicho ambiente cerrado, el agua se va a evaporar y la atmosfera estará saturada de vapor de agua.

4. Agregar 25 ml de agua en el vaso de precipitados que contiene 0,1mg de metabisulfito de sodio. Introducir como anteriormente el vaso en una bolsa de plástico junto con un plato con semillas. Cerrar la bolsa con un elástico. En ese ambiente cerrado, el metabisulfito de sodio reaccionará con el agua formando SO2, acidificando la atmósfera.

5. Repetir el punto anterior con el vaso que contiene 1 mg de metabisulfito de sodio.

6. Repetir nuevamente el punto 4 con el vaso que contiene 5 mg de metabisulfito de sodio.

7. Una o dos semanas después, contar el número de semillas germinadas y medir la altura total de las plantas.

8. Preparar una tabla con el número y el porcentaje de semillas germinadas y la altura media de las plantas en los diferentes ambientes.

9. Representar gráficamente los datos obtenidos.

10. Comparar el porcentaje de semillas germinadas y la altura media de las plantas en ambientes con diferente cantidad de SO2 atmosférico.

NUESTRO COMENTARIO

Hace tantos años que realizamos esta práctica que me resulta imposible rastrear al origen del procedimiento.

La Figura 1 muestra algunos detalles, como el cerrado de las bolsas de plástico y el uso de una bolsa única para los experimentos montados por varios grupos con la misma cantidad de metabisulfito de sodio.

La Figura 2 muestra algunos de los resultados obtenidos con diferentes semillas.

La actividad resulta más interesante cuando cada grupo de alumnos estudia un tipo diferente de semilla, porque de la comparación de los efectos de la lluvia ácida surge de modo mucho más claro la noción de bioindicador.

¿CÓMO ARMAR UN PROYECTO?

- Comparar la sensibilidad de diferentes semillas a la lluvia ácida.

- Reemplazar el metabisulfito de sodio por otros productos como , por ejemplo, vinagre en diferentes diluciones.

04. CONTAMINACIÓN Y TRATAMIENTO DEL AGUA

OBJETIVO

Observar el crecimiento de microorganismos en presencia de determinados contaminantes.

MATERIALES

Agua de río o de lago, heno, caldo nutriente, nitrato de potasio, fosfato de potasio, desinfectante, 6 frascos con tapa, probeta, cuentagotas, láminas y lamínulas, microscopio estereoscópico (lupa) o aplicativo de celular, balanza.

PROCEDIMIENTO

1. Rotular los frascos de A a F.

2. Pesar 0,1 g de nitrato de potasio y colocarlo en el frasco B.

3. Pesar 0,1 g de nitrato de potasio y 0,1 g de fosfato de potasio y colocarlos en el frasco C.

4. Pesar 0,01 g de caldo nutriente y colocarlo en el frasco D.

5. Pesar 1 g de caldo nutriente y colocarlo en el frasco E.

6. Esmigajar un poco de heno y colocarlo en el frasco F.

7. Com la probeta, agregar 100 cm3 de agua de río o lago en cada frasco (de A a F).

8. Cerrar lo frascos, no hermeticamente.

9. Incubar en la luz, a temperatura ambiente durante varias semanas.

10. Observar en el microscopio estereoscópico el contenido de cada frasco. Hacer los diseños correspondientes.

11. Interpretar las diferencias observadas.

NUESTRO COMENTARIO

Los frascos representan diferentes tipos de contaminación: ninguna contaminación (A), contaminación por nitratos (B), mucha contaminación por aguas residuales sin tratamiento (E), pequeña contaminación por aguas residuales sin tratamiento (D), aguas residuales tratadas (C), contaminación por material vegetal (F).

Figura: Dos fotos de un experimento realizado en el laboratorio didáctico.

Un buen ejemplo del cuidado debido en la lectura de un protocolo. Obsérvese que el orden en la foto es A, B, E, D, C e F. En A ya se se observa la presencia de algas Já em A se observa a presença de algas, crecidas en D y C. La producción y separación de biomasa de algas es una manera de remover los nitratos y fosfatos de las aguas residuales. En E, aunque la cantidad de caldo nutriente indicada es 10 veces menor aque lo solicitado, el agua toma un color pardo característico del crecimiento bacteriano.

05. ENSAYOS BIOLÓGICOS

Un ensayo biológico es un experimento en que se testa en seres vivos la toxicidad de una substancia química.

Un tipo de ensayo biológico es el que mide las respuestas de los organismos expuestos a diferentes dosis de una substancia.

En este protocolo utilizaremos la planta Lemna como agente biológico. Las plantas serán colocadas en recipientes con diferentes concentraciones de sulfato de cobre, monitorando su apariencia y su crecimiento a lo largo de cinco días..

En los ensayos biológicos, los resultados pueden ser analizados en función de la LC50 o dosis letal 50 (concentración que mata 50% de los organismos testados) y la TC50 o concentración tóxica 50 (concentración tóxica en la que los organismos crecen 50% en relación al crupo control). En esta actividad utilizaremos este último indicador, mostrando que las plantas crecen más lentamente en una solución más tóxica.

OBJETIVO

Testar la toxicidad del sulfato de cobre en las plantas de Lemna.

MATERIAL

Plantas de Lemna, fertilizante líquido, pinzas, diluciones seriadas (100%, 10%, 1%, 0,1%, 0,01%, 0,001%) de sulfato de cobre en concentración inicial de 500 mg/L, 3 recipientes plásticos por concentración y 3 para el control, pipetas.

PROCEDIMIENTO

1. Colocar 30 mL de cada dilución en cada vaso y 30 mL de agua en el control. Agregar una gota de fertlizante en cada vaso.

2. Colocar 3-5 plantas en cada recipiente. El número incial de frondes debe ser igual. Cubrir con Rolopac y dejar los recipientes expuestos a la luz durante una semana.

3. Observar y registrar cualquier señal de deterioro, tal como la ausencia de raíces o el color amarillento.

4. Contar el número de frondes en cada recipiente y registrar los datos en una tabla.

5. Representar graficamente la media del aumento del número de frondes de Lemna en presencia de diferentes cantidades de sulfato de cobre.

6. El efecto de la substancia en el crecimiento de Lemna es proporcional a la concentración? Determinar la TC50. Concluir sobre la toxicidade da substância testada.

Los trabajos de Louis Pasteur y Robert Koch en la segunda mitad del siglo XIX se basaron técnicamente en la obtención de cultivos bacterianos puros. Más allá de ser fundamentales desde el punto de vista conceptual, esos trabajos posibilitaron grandes avances en las áreas de medicina e industria.

En otra línea de investigación, Martinus Willen Beijerinck y Sergei Winogradsky estudiaron las comunidades microbianas en sus ambientes naturales. Los estudios ecológicos permitieron comprender las características metabólicas de esas comunidades y esclarecer las etapas del ciclo de algunos elementos (carbono, nitrógeno, azufre).

La construcción de una columna de Winogradsky es un método simple de estudio de la diversidad microbiana mediante la selección de microorganismos con determinadas características metabólicas. Consiste en enriquecer una muestra de suelo con nutrientes, de modo de favorecer el crecimiento de algunas comunidades.

Existen numerosas variaciones y combinaciones posibles en la elección de las fuentes de enriquecimiento:

Fuentes de carbono

- Materiales que liberan carbono rápidamente tales como carbonato de sodio, bicarbonato de sodio o carbonato de calcio (tiza molida).

- Materiales de origen vegetal que liberan carbono más lentamente, tales como césped, heno, agujas de pino, papel de periódico, papel higiénico, almidón de maíz, avena, aserrín, etc.

Fuentes de azufre

Azufre, sulfato de calcio, sulfato de magnesio, huevos cocidos, queso, etc.

Fuentes de hierro

Limadura de hierro, cualquier comprimido que contenga hierro.

Fuentes de fósforo y potasio

Oro verde o cualquier otro fertilizante para plantas con K2HPO4 (Proporción: media cucharada de té/l).

Fuentes de vitaminas

Cualquier producto multivitamínico.

Una modificación parcial o total del modo de enriquecimiento o del tratamiento permite seleccionar microorganismos con características específicas: bacterias del hierro (hierro), bacterias del ciclo del nitrógeno (fertilizante en exceso), bacterias termófilas (incubación a temperatura elevada), bacterias halófilas (sal), bacterias acidófilas (vinagre), bacterias basófilas (fermento químico), etc.

Las variaciones parecen ser infinitas. Hay quien coloca coca-cola en el medio y quien agrega un trozo de cáscara de fruta para identificar los microorganismos capaces de colonizarlas.

¿Dónde está la dimensión tecnológica? El método se aplica en la búsqueda de bacterias capaces de degradar algún contaminante. En muestras de suelo enriquecidas con dicha sustancia, sólo crecerán aquellas que son capaces de metabolizarla. En un contexto biotecnológico del método, estaremos en el camino de la biorremediación.

OBJETIVO

Construir una columna de Winogradsky para observar los microorganismos del ambiente.

MATERIALES

1 vasija, botellas de plástico transparentes de 2 l, 1 embudo, 1 vaso de plástico, lodo o muestra de tierra del lugar analizado, agua del mismo lugar, una fuente de celulosa (10 g de papel higiénico), una fuente de fósforo y potasio (1 cucharada tamaño té de fertilizante para plantas por litro), una fuente de CO2 (5 g de tiza molida), una fuente de azufre (5 g de yema de huevo cocido) y, eventualmente, una fuente de hierro, trozos de tela para cubrir las botellas, elásticos.

PROCEDIMENTO

1. Colocar en un recipiente cinco vasos de lodo, arena o tierra; retirar todas las piedras, ramas u hojas.

2. Diluir una cucharada tamaño té de fertilizante en un volumen equivalente de agua del mismo sitio.

3. Preparar con ambas partes una mezcla de consistencia cremosa, suficientemente fluida para pasar por el embudo.

4. Colocar en el fondo de la garrafa 10 g de la fuente de celulosa, 5 g de la fuente de CO2, 5 g de la fuente de azufre y, eventualmente, la fuente de hierro.

5. Agregar un poco de la mezcla. Eliminar el aire, batiendo con fuerza para asentar la mezcla.

6. Colocar otras capas de lodo, asentándolas como antes, hasta que la botella esté 90% llena. Si fuera necesario, eliminar las burbujas existentes revolviendo con una varilla.

7. Esperar 30 minutos. La capa de agua en la parte superior deberá medir por lo menos dos cm de altura. Agregar agua, si fuera necesario.

8. Considere que la proporción de las capas inferior de lodo y superior de agua pueden variar.

9. Cubrir la botella con un paño y cerrar con un elástico.

10. Incubar en un lugar donde reciba suficiente luz, pero no sol directo.

11. Observar semanalmente las variaciones, y agregar agua cuando sea necesario para que la columna no se seque.

Observaciones

En una columna clásica como la anterior, se observa la liberación de gas (SH2, CO2). En el fondo de la columna pueden aparecer algunas manchas negras debido a la reacción química del SH2 liberado por las bacterias con el hierro del suelo, representada en la ecuación:

H2S + Fe2+ → FeS↓ + H2 ↑

Dependiendo de la cantidad de hierro, las manchas pueden extenderse por toda la columna.

Un poco más arriba, manchas de color púrpura y verde indican el crecimiento de bacterias del azufre. Siendo menos exigentes en relación al SH2, las bacterias púrpuras crecen antes que las verdes y por encima de ellas. En presencia de poco oxígeno, las bacterias púrpuras florecen (blooming) llegando a visualizarse en el líquido de la parte superior de la columna.

La aparición de manchas de color rojo u óxido por sobre las bacterias púrpuras del azufre se puede deber al crecimiento de las denominadas bacterias dependientes del azufre (Rhodospirillum), que soportan bajas concentraciones de SH2.

Dependiendo del origen de las muestras de suelo y del enriquecimiento, se observarán en la superficie organismos pertenecientes a diferentes grupos: Cianobacterias, Algas, Protistas e Invertebrados. De particular interés resulta Beggiatoa, una bacteria filamentosa que crece en suelos anóxicos y puede considerarse un indicador de polución.

Interpretación

En el fondo de la columna, la celulosa y el azufre estimulan el crecimiento de bacterias específicas. Algunas (Clostridium) degradan la celulosa liberando glucosa, que es tanto una fuente de carbono como una fuente de energía, por medio de fermentación. Se crea un ambiente anóxico y, a lo largo de la columna, se establece un gradiente de oxígeno donde el fondo es anaerobio y la superficie aerobia.

En el ambiente anóxico del fondo de la columna proliferan otras bacterias (Desulfovibrio). Su fuente de carbono son los subproductos de las fermentaciones anteriores. La energía es obtenida mediante respiración anaeróbica, reduciendo el azufre S0 y el sulfato SO4 2- disponibles a SH2.

Este último se difunde formando en la columna un gradiente de SH2 inverso al del oxígeno.

Parte del SH2 que llega hasta la parte superior de la columna es oxidado a sulfato por bacterias incoloras aerobias (Beggiatoa, Thiobacillus, Thiotrix) que enturbian la superficie del líquido. El sulfato se difunde hacia abajo, generando en la columna un conjunto de reacciones de oxidación y reducción características del ciclo de azufre.

A lo largo de la columna y en función de las condiciones ambientales (presencia de oxígeno y de SH2) es posible reconocer otras comunidades bacterianas relacionadas con el ciclo del azufre. En la parte inferior, donde las condiciones son anaerobias, crecen bacterias dependientes del azufre, visualizadas como manchas verdes (Chlorobium) y/o púrpuras (Chromatium). Se trata de un grupo de bacterias que realiza una fotosíntesis anoxigénica, donde el SH2 sustituye al agua y se produce S elemental.

NUESTRO COMENTARIO

La selección de diferentes tipos de microorganismos se consigue mediante el agregado de algunos compuestos (orgánicos e inorgánicos) y el ajuste del pH. La iluminación estimula el crecimiento de fotótrofos (aerobios y anaerobios), que se desarrollan formando un biofilm, entre la pared de la botella y el medio. Cerca del tope de la columna crecen los organismos aerobios y microaerófilos, en el fondo se multiplican los anaerobios (Clostridium, bacterias metanogénicas).

Los materiales y el procedimiento descriptos en el protocolo permiten estudiar los organismos involucrados en el ciclo del azufre (medio enriquecido con celulosa, azufre y calcio), como se observa en la figura siguiente.

¿CÓMO MONTAR UN PROYECTO?

- Comparar el desarrollo de las comunidades bacterianas de una muestra en columnas enriquecidas con diferentes cantidades de sulfato de calcio.

- Comparar el desarrollo de las comunidades bacterianas de varias muestras en columnas enriquecidas del mismo modo.

- Comparar el desarrollo de las comunidades bacterianas de una muestra en columnas enriquecidas del mismo modo, incubadas en diferentes condiciones de iluminación (o de temperatura).

BIBLIOGRAFÍA

MADIGAN, M.T. et al. Microbiologia de Brock. São Paulo, Pearson Education do Brasil, 2004.

Existen innumerables y buenos protocolos en Internet, siendo mis preferidos:

Building a Winogradsky Column. An Educator Guide with Activities in Astrobiology.

Deacon, J. The Microbial World: Winogradsky column: perpetual life in a tube.

La colonne de Winogradsky. Illustration de la photosynthèse microbienne et du cycle du soufre.

07. EL STRESS SALINO

La salinidad de los suelos está aumentando en muchas regiones de la tierra, especialmente en aquellas que reciben poca lluvia y son propensas a sequías. El vigor de una planta depende de su capacidad de florecer y producir semillas viables. Se teme que el stress salino pueda dificultar la producción de semillas y plantas para el consumo animal y humano.

OBJETIVO

Estudiar el efecto de la salinidad en la germinación de semillas.

MATERIALES

Bolsas plásticas, papel toalla y semillas (girasol, poroto, tomate, arroz, zanahoria, maíz, avena o cevada), cloruro de sodio (NaCl), algodón, balanza. Cómo germinar semillas

Preparación de las soluciones.

- Agua destilada

- Solución 1 (2,5 g de sal em 1 L de agua destilada)

- Solución 2 (5 g de sal em 1 L de agua destilada)

- Solución 3 (10 g de sal em 1 L de agua destilada)

- Solución 4 (15 g de sal em 1 L de agua destilada)

PROCEDIMIENTO

1. Elegir el tipo de semilla que será estudiado, determinar el número de semillas, el número de sobres y el número de semillas por sobre (n = )

3. Preparar los sobres con papel toalla y un pedazo de algodón (COMPLEMENTOS TÉCNICOS)

4. Distribuir las semillas en cada sobre de papel y colocar en la bolsa plástica. Rotular las bolsas indicando el tratamiento (Agua o solución salina en una concentración determinada)

5. Mojar los sobres con la misma cantidad de agua o de solución salina. Cuidado! Las semillas tienen que estar húmedas , no empapadas.

6. Una semana después, contar el número de semillas germinadas en cada sobre.

7. Montar una tabla indicando el número de semillas germinadas y el porcentaje (%) correspondiente en el control (agua) y en cada una de las soluciones de NaCl.

8. Representar graficamente e interpretar los datos obtenidos.

NUESTRO COMENTARIO

Para reducir la cantidad de material, mantener el control (agua) y las soluciones 1 y 4, por ejemplo.

Conviene desinfectar previamente las semillas con hipoclorito de sodio o con CLORIN

COMO MONTAR UN PROYECTO

Comparar los resultados obtenidos con diferentes semillas y clasificarlas en orden decreciente de resistencia a la salinidad.

08. COMPETICIÓN INTRAESPECÍFICA

La competencia entre los individuos de una población aparece cuando un recurso ambiental que es indispensable para todos se encuentra en disponibilidad limitada. Se trata de un tipo de interacción poco frecuente en la naturaleza, pero de gran importancia para los agricultores que practican el monocultivo, porque la competencia intraespecífica es un fenómeno que depende de la densidad.

Para cada variedad, la densidad ideal de la plantación depende de las características del suelo, de las condiciones climáticas y de la presencia de patógenos y plantas dañinas. Las plantas sembradas en alta densidad crecerán sin problemas hasta adquirir un tamaño que exija mayores cantidades de luz, espacio, nutrientes y agua. En ese punto, la producción dejará de aumentar y el tamaño medio de las plantas disminuirá, así como el número y la calidad de los frutos, el desarrollo de las raíces, etc.

Los efectos favorables de la competencia intraespecífica son evitados mediante dos estrategias posibles: sembrar en alta densidad y eliminar algunos individuos luego de la germinación, o sembrar manteniendo una distancia entre las plantas.

OBJETIVO

Comparar la cantidad de biomasa vegetal producida a partir de semillas plantadas con diferentes densidades.

MATERIALES

Para realizar el experimento con 3 repeticiones: Un paquete o 744 semillas de tomate, 15 vasos de plástico de 500 ml perforados en la base, 1 bandeja con arena para los vasos, tierra de jardín, regla, balanza.

PROCEDIMIENTO

1. Rotular los vasos y colocarles la tierra de jardín.

2. Separar 3 series de 8, 16, 32, 64 y 128 semillas.

3. Distribuir las semillas en los vasos correspondientes de manera homogénea. Cubrir con una fina capa de tierra. Humedecer.

4. Mantener los cultivos con luz y regarlos periódicamente durante 4 a 6 semanas, o hasta que las hojas de los tomates sembrados en alta densidad comiencen a ponerse amarillos.

5. Observar el aspecto de las mudas, la distancia entre los nudos, el diámetro del tallo y el tamaño de las hojas. Registrar las observaciones.

6. Retirar las plantas cortándolas a la altura del suelo o sacando la tierra del vaso y lavando las raíces en un recipiente con agua hasta retirar la tierra.

7. Agrupar, por densidad poblacional, las plantas obtenidas en las 3 repeticiones.

8. Pesar y registrar el valor de la masa fresca (mg) obtenido para cada densidad poblacional.

9. Secar la masa fresca como indicado en Obtención de masa seca.

10. Pesar nuevamente las plantas y registrar el valor de la masa seca (mg) obtenido para cada densidad poblacional.

RESULTADOS

¿Hay variaciones en la morfología de las plantas de los diferentes lotes?

Armar una tabla con los datos obtenidos y representar gráficamente la cantidad de masa seca obtenida, en función de la densidad poblacional. ¿Hay algún efecto de densidad? ¿Cuál?

Representar gráficamente la cantidad de masa seca obtenida por semilla plantada, en función de la densidad poblacional. ¿Hay algún efecto de densidad? ¿Cuál?

DISCUSIÓN

En las condiciones del experimento y entre los valores testeados, cuál sería la densidad poblacional óptima? ¿Cuál es la importancia de la competencia intraespecífica para la agricultura?

NUESTRO COMENTARIO

El estudio de la competencia entre individuos de una misma especie (= competencia intraespecífica) permite entender aspectos relacionados con la densidad poblacional. Esta es una actividad relativamente simple, siendo necesario contar con un lugar bien iluminado y conseguir estandarizar el riego de los diferentes grupos.

En un experimento con tres repeticiones (Figura 1), realizado en nuestro laboratorio, observamos que la altura de las plantas y el tamaño de las hojas son ligeramente mayores en las poblaciones de bajas densidades (Figura 2). Los datos obtenidos en el experimento muestran una tendencia general (Tabla 1, gráficos 1 y 2). Para un tratamiento estadístico se debe trabajar con un mayor número de repeticiones.

Se observa que a medida que la densidad poblacional aumenta, también aumenta la masa seca. Sin embargo, esto no ocurre con la masa seca por semilla, que disminuye rápidamente cuando colocamos más de 32 semillas en cada recipiente.

Para el cálculo de la masa seca por planta, se puede discutir la elección del número de semillas en vez del número de plantas vivas. Este último es un poco menor, pero como esa disminución no deja de ser una de las consecuencias de la competencia, se puede utilizar el número de semillas plantadas.

¿CÓMO MONTAR UN PROYECTO?

Repetir el experimento con otras semillas como, por ejemplo, rabanito, mostaza o zanahoria. Comparar la competencia intraespecífica en diferentes especies.

BIBLIOGRAFÍA

CARROLL S.B. e SALT S.D. Ecology for gardeners.Timber Press Inc., Portland, 2004.

RAVEN P.H., EVERT R.F. e EICHHORN S.E. Biologia Vegetal, 6a Edição. Rio de Janeiro, Editora Guanabara Koogan S.A., 2001

09. ALELOPATÍA

La producción y liberación de substancias químicas de algunas plantas puede tener tanto un efecto benéfico como desfavorable para otras plantas (alelopatía).

Ciertas plantas perennes que crecen en ambientes áridos producen substancias inhibidoras de la germinación y/o del crecimiento de otros vegetales, disminuyendo la competición en ese ambiente. Algunos de esos inhibidores son substancias volátiles liberadas en la atmósfera; otras son solubles en agua y llegan al suelo, sea porque son producidas por la raíz, sea porque el agua lava la superficie de la planta o sus restos.

OBJETIVO

Evidenciar el efecto inhibidor del extracto de eucalipto en la germinación de sementes.

MATERIALES

Licuadora, regla, balanza, hojas de eucalipto, tamiz o colador, papel toalla, por lo menos 2 sobres plásticos para la germinación de semillas, semillas (berro, mostaza, tomate y/o girasol).

PROCEDIMIENTO

A. Preparación de un extracto acuoso de hojas de eucalipto

Pesar 100 g de holhas y triturar en la licuadora con 00 ml de agua; filtrar y separar el líquido filtrado.

Figura: Preparación del extracto acuoso de eucalipto

B. Test biológico

1. Embeber las semillas en agua durante 1-2 horas y colocar en sobres de papel toalla, dentro de las bolsas plásticas.

3. En una de las bolsas, mojar un pedazo de algodón con agua. En la otra mojar otro pedazo de algodón con una cantidad igual de extracto acuoso de hojas de eucalipto.

4. Incubar en la oscuridad.

5. Después de 1 semana medir la longitud (mm) de las raíces.

6. Montar una tabla comparando el crecimiento (mm) de las raíces en los dos tratamientos.

7. Interpretar los datos.

NUESTRO COMENTÁRIO

Es una actividad que no presenta mayores dificultades, salvo la preparación de los sobres y la organización del trabajo.

COMO MONTAR UN PROYECTO

- Aumentar el número de semillas (y de sobres) con el objetivo de obtener resultados estadísticos.

- Comparar los resultados obtenidos con semillas diferentes.

10. COMPETIÇÃO INTERESPECÍFICA

La competencia entre dos poblaciones de diferentes especies ocurre cuando un recurso mutuamente necesario se encuentra en cantidad limitada. Este tipo de competencia es importante en los sistemas agrícolas porque el crecimiento de las plantas no deseadas (“dañinas”) puede reducir la producción de manera significativa.

En condiciones naturales, la competencia entre plantas está afectada por la presencia de herbívoros, patógenos y microorganismos mutualistas (micorrizas y rizobios).

Una forma de estudiar la competencia entre dos especies de plantas es comparar su crecimiento en cultivo mixto (especie A + especie B) con su crecimiento en monocultivo (especie A; especie B), en una dada densidad poblacional.

En un experimento tipo para estudiar la competencia interespecífica entre dos especies, podemos considerar una densidad poblacional de 128 plantas por pote: 128 semillas de A por pote (Monocultivo de A); 128 semillas de B por pote (Monocultivo de B); 64 semillas de A y 64 semillas de B por pote (Cultivo mixto de A + B). Tendremos 3 repeticiones para cada tipo de cultivo.

En caso de que no haya competencia o de que las dos especies sean igualmente competitivas, la masa seca por planta de la especie A (o de la especie B) del cultivo mixto será aproximadamente la mitad de la masa seca obtenida en monocultivo.

La capacidad competitiva puede calcularse estableciendo un coeficiente de competitividad relativo:

OBJETIVO

Comparar la capacidad competitiva de la mostaza y del berro.

MATERIALES

192 semillas de mostaza, 192 semillas de berro, 9 vasos de plástico de 500 ml agujerados en la base, tierra de jardín, balanza.

PROCEDIMIENTO

1. Rotular 3 vasos como MCm (monocultivo de mostaza), 3 vasos como MCb (monocultivo de berro) y los 3 restantes como CMmb (cultura mixta de mostaza y berro).

2. Colocar la tierra de jardín en los vasos.

3. Separar 3 lotes de 128 semillas de mostaza, 3 lotes de 128 semillas de berro, 3 lotes de 64 semillas de mostaza y 3 lotes de 64 semillas de berro.

4. Sembrar los lotes de 128 semillas de mostaza en los 3 vasos rotulados con MCm y los lotes de 128 semillas de berro en los 3 vasos rotulados con MCb. Sembrar 64 semillas de mostaza y 64 de berro en cada uno de los vasos restantes (CMmb).

5. Cubrir con una capa fina de tierra. Humedecer.

6. Mantener los cultivos en la luz y regarlos periódicamente durante 4 a 6 semanas.

7. Retirar las plantas cortándolas a la altura del suelo. Contar el número de plantas de berro y mostaza prestando mucha atención en el recuento de los cultivos mixtos.

8. Medir la masa fresca (g) de mostaza y de berro, en monocultivo y en cultivo mixto, registrando los datos.

9. Secar como indicado y medir la masa seca (g) de mostaza y berro, en monocultivo y en cultivo mixto, registrando los datos en una tabla.

RESULTADOS

10. Organizar los datos en una tabla y representar gráficamente las masas secas de mostaza y de berro, en monocultivo y en cultivo mixto. Interpretar.

11. Representar gráficamente la masa seca por planta viva de mostaza y de berro, en monocultivo y en cultivo mixto. Interpretar. Los datos serían diferentes si considerásemos en vez de las plantas vivas el número de plantas sembradas?

12. Calcular el coeficiente de competitividad KAB.

DISCUSIÓN

¿Hubo competencia? En las condiciones del experimento, cuál de las dos especies es más competitiva?

NUESTRO COMENTARIO

Se trata de una actividad relativamente simple. Siendo necesario disponer de un lugar bien iluminado y conseguir estandarizar el riego.

En un experimento, realizado en nuestro laboratorio, estudiamos la competencia entre plantas de mostaza y berro, sembradas con una densidad de 128 semillas por pote, con 3 repeticiones (Figura 1). Las plantas recibieron iluminación artificial día y noche, durante 3 semanas. Los datos obtenidos en el experimento mostraron una tendencia general (Tabla 1). Para un tratamiento estadístico se debe trabajar con un mayor número de repeticiones.

Los datos obtenidos sugieren que la mostaza crece mejor en cultivo mixto donde compite con el berro, respecto de monocultivo, donde la competencia es intraespecífica. El berro crece mejor en monocultivo que en cultivo mixto con la mostaza (Gráfico 1).

El coeficiente de competitividad expresa una mayor competencia de la mostaza en relación con el berro (Kmb = 2,6)

¿CÓMO ARMAR UN PROYECTO?

- Estudiar la competencia interespecífica entre otras especies de plantas como, por ejemplo, tomate y zanahoria o mostaza y rabanito.

- Estudiar la competencia interespecífica de dos especies de plantas con diferentes densidades poblacionales (*).

(*) Considerar un aumento del número de repeticiones.

BIBLIOGRAFÍA

CARROLL S.B. e SALT S.D. Ecology for gardeners. Timber Press Inc, Portland, 2004.

PAUL N. e RAMSELL J. Competition between plants: a convenient practical demonstration using mustard and cress. SSR 70, 1988.

RAVEN P.H., EVERT R.F. e EICHHORN S.E. Biologia Vegetal, 6a Edição. Rio de Janeiro, Editora Guanabara Koogan S.A., 2001.

PRIMERA PARTE: UN GUIÓN BÁSICO

Por falta de organización del trabajo a realizar y de las responsabilidades involucradas, las salidas de campo se transforman facilmente en paseo para los alumnos y en pesadilla para los docentes. Una forma básica de asegurar el éxito del evento implica formar pequeños grupos de estudiantes y adjudicarles una tarea específica que envuelva el estudio de los factores bióticos y abióticos del ambiente. No se necesita mucho material.

En el guión que proponemos, se incluye un plano de trabajo en que los estudiantes tendrán que observar, medir, interpretar y comunicar su experiencia en un ambiente externo, diferentes del habitual.

OBJETIVO

Observar y caracterizar un ambiente externo.

MATERIALES

Mapa, brújula, termómetro, algodón, tabla de humedad relativa, papel indicador de pH, bolsas plásticas, kit de jardinería, indicador de viento, veleta, cámera fotográfica o teléfono celular, tijeras.

PROCEDIMIENTO

1. Medir y esquematizar el terreno, localizando los puntos cardinales.

2. Estudiar los factores abióticos del ambiente.

- Humedad relativa. Con el termómetro de bulbo seco y el termómetro de bulbo húmedo, medir la temperatura en el suelo y a una altura de 1,5 m. Comparar os valores obtidos. Interpretar.

- Observar la dirección del viento (veleta).

- Estimar la velocidade del viento utilizando la escala de Beaufort simplificada.

-. Estimar la luminosidad como baja, media o alta.

El estudio de la biodiversidad vegetal presente en un determinado hábitat requiere de un muestreo representativo del lugar, como el que se puede obtener por el método de los quadrats. Este involucra el registro de todas las formas de vida presentes en áreas previamente delimitadas.

El método de los quadrats también conocido como el método de las parcelas, es uno de los procedimientos más utilizados en el análisis de la diversidad vegetal presente en un ambiente determinado.

El tamaño de las parcelas depende del tipo de vegetación: 0,5 a 1 m2 para las comunidades herbáceas, 10 a 25 m2 para las comunidades arbustivas y 100 a 500 m2 para los bosques.

La localización de las parcelas puede ser sistemática o aleatoria.

La cantidad de parcelas dependerá de la biodiversidad encontrada en el lugar y varía con las comunidades vegetales presentes, los objetivos de estudio y el grado de precisión deseado. No obstante, la muestra debe abarcar entre el 1 y 20% del área total de la comunidad en estudio.

Una vez establecidas las parcelas, las especies son identificadas individualmente y contadas. Se utilizan cuadros de madera de 1 m2 con subdivisiones internas que facilitan el relevamiento de la flora presente en el lugar (Figura 1).

Figura 1: Alumnos en campo trabajando con el cuadrado de madera.

OBJETIVO

Estudiar la biodiversidad de una comunidad herbácea, aplicando el método de los quadrats.

MATERIALES

De uso general: máquina fotográfica, 50 m de cuerda, 1 brújula, termómetro seco y termómetro húmedo; tabla de humedad relativa.

Por grupo: 1 cuadro de madera con subdivisiones, tablero, papel, lápiz y goma.

PROCEDIMIENTO

1. Seleccionar el lugar que será estudiado.

2. Delimitar un cuadrado de 10 m x 10 m y hacer un relevamiento de la flora del lugar, diferenciando árboles (plantas con un tallo de diámetro > 1 cm) de arbustos (plantas con un tallo de diámetro entre 0,5 cm e 1 cm) y plantas primitivas (helechos, musgos, líquenes).

3. Colocar (como?) los cuadros en el terreno y asignar los grupos de alumnos a los quadrats.

4. En cada quadrat, calcular la humedad relativa (COMPLEMENTOS TÉCNICOS).

2. Calcular el número total de individuos de cada especie.

3. Calcular la densidad (n0/m2) de cada especie (número de individuos/área estudiada).

4. En una comunidad ecológica, la especie dominante es aquella que cuenta con mayor número de individuos o con mayor cantidad de biomasa. En función de los datos obtenidos en los diferentes quadrats, cuál es la especie dominante?

5. Sabiendo que el índice de biodiversidad puede ser calculado como la relación entre el número de especies y el número de individuos, calcular el índice de biodiversidad del lugar. ¿Cuál sería el valor máximo posible de este índice?

6. La curva área-especie o curva del recolector permite determinar si el muestreo es suficiente para evaluar la biodiversidad presente en el lugar. Siendo tal el caso, el número acumulativo de especies nuevas permanecerá estable cuando haya un aumento del área acumulativa estudiada.

7. Completar la Tabla 3 y construir la curva del recolector, es decir la representación gráfica del número acumulativo de especies nuevas en función del área acumulada (m2). El número de quadrats estudiado permite cubrir toda la biodiversidad del lugar?

CONCLUSIONES

Preparar un informe incluyendo:

- Las fotografías del lugar y de los quadrats.

- Un esquema del lugar, en una hoja cuadriculada, indicando los árboles, los arbustos, la sombra del lugar, la distribución de los quadrats, el norte, la temperatura y la humedad relativa en cada quadrat.

- Los datos recogidos en el trabajo de campo y su interpretación.

NUESTRO COMENTARIO

Esta atividade dura un día en campo. El análisis de los datos y su presentación son posteriores.

BIBLIOGRAFÍA

BSCS/INEC. Biología. Su enseñanza moderna. Buenos Aires, Editorial Estrada, 1970.

ECOLOGICAL SAMPLING METHODS.

Observar, inventariar y analizar la biodiversidad son algunas de las etapas necesarias para establecer estrategias de protección adecuadas.

Denominamos líquenes a un conjunto de seres vivos que resultan de la asociación entre un hongo y un alga (cianobacteria). Se trata de una relación simbiótica en la cual el hongo ofrece un ambiente adecuado para el alga, en el entrelazado de sus hifas, y el alga abastece al hongo con sustancias orgánicas elaboradas mediante fotosíntesis (Figura 1).

Figura 1: Relación entre el hongo y el alga en los principales tipos morfológicos de líquenes.

OBJETIVO

Estudiar la diversidad de los líquenes y su distribución en un ambiente determinado.

MATERIALES

Árboles con vegetación corticícola, brújula, trena o cinta métrica, cinta o cuerda de color, tablero, lápiz y goma, hoja de trabajo (anexa) y grilla de 100 puntos (anexa) impresa en papel de acetato.

PROCEDIMIENTO

1. Rodear un árbol con una cinta a 1,5 m del suelo. La altura debe ser superior a 1 m en todos los puntos.

2. Con la brújula, identificar el lado norte del árbol.

3. Colocar la grilla, dejando el punto central alineado con la dirección de la aguja y la parte inferior junto a la cinta.

4. Mirar a través de cada punto de la grilla (Figura 3) y registrar en la hoja de trabajo anexa (Figura 4), la presencia de líquenes (incrustantes, foliáceos o arbustivos), de musgos o de corteza.

Figura 3. A la izquierda, modelo de la gradilla de cien puntos, para agrandar e imprimir en acetato; a la derecha, estudiantes trabajando con la gradilla en campo.

2. Representar en el gráfico de pizza los datos anteriores. Interpretar.

3. Analizar nuevamente los datos luego de agrupar los valores en clases de frecuencia.

- Clase 1 = 1 a 21%

- Clase 2 = 21-40%

- Clase 3 = 41- 60%

- Clase 4 = 61-80%

- Clase 5 = 81-100%.

¿Existe alguna diferencia, en relación a la cobertura de líquenes, en las diferentes direcciones?

DISCUSIÓN

¿Existe alguna relación entre la distribución de los líquenes corticícolas y las características del ambiente (humedad, intensidad de luz, etc.)?

NUESTRO COMENTARIO

En el NEDEA (Núcleo Experimental de Educación Ambiental), en Petrópolis, supeditamos la realización de esta actividad con las lluvias de otoño e invierno que favorecen el desarrollo de las formas de vida corticícolas.

Una vez que se elige un árbol, se fija la grilla de 100 puntos. La recolección de los datos puede ser realizada por dos alumnos en aproximadamente una hora. Los padrones de distribución resultan más claros a medida que los datos son agrupados en clases de frecuencia.

¿CÓMO ARMAR UN PROYECTO?

- Analizar el desarrollo de las formas de vida corticícolas en ambientes con diferentes características (intensidad de luz, precipitaciones, polución, etc.).

- Analizar el desarrollo de las formas de vida corticícolas en las diferentes estaciones del año.

- Analizar el desarrollo de las formas de vida corticícolas en las diferentes estaciones del año en ambientes con diferentes características (intensidad de luz, precipitaciones, polución, etc.).

BIBLIOGRAFÍA

Pathfinder Science. Creating student scientist not just science students.

NUESTRO COMENTARIO

Esta actividad puede ser adaptada a muchos contextos, a condición de disponer de bastante material. Permite comparar la biodiversidad microbiana en diferentes ambientes externos o en diversos locales de un establecimiento. El único lugar donde NO se debn abrir las placas son los baños.

El trabajo puede ser orientado de manera a clasificar los ambientes en orden creciente de número de colonias y comparar el índice de biodiversidad en diferentes ambientes.

Para evidenciar la biodiversidad microbiana presente en un objeto de uso cotidiano (celular, barandilla o pasamanos) basta frotar un swab o cotonete estéril en la superficie y deslizar sobre la superficie del medio nutriente estéril de una placa de Petri.

El suelo es habitado por una variedad enorme de microorganismos, principalmente bacterias, hongos y algas. Sus actividades están interligadas entre si y a las condiciones ambientales.

Bacterias: Representan la mayor parte de la población microbiana del suelo, tanto en cantidad como en variedad. La mayoría de las bacterias del suelo es heterotrófica.

Hongos: Centenas de especies diferentes habitan el suelo, la mayor parte cerca de la superficie donde prevalecen condiciones de aerobiosis. Tienen un rol actico en las descomposición de la materia orgánica de plantas. Cultivados en placa suelen ser identificados por su apariencia felpuda.

Algas: Por ser fotoautotróficas, las algas habitan predominantemente una zona muy próxima de la superficie del suelo. Asociadas a hongos en simbiosis(líquenes) pueden auxiliar en la transformación del material rocoso.

Número de microorganismos estimado por gramo de suelo.

Bacterias: 3.000.000 a 500.000.000

Actinomicetes: 1.000.000 a 20.000.000

Hongos (excepto levaduras):

5.000 a 900.000

Levaduras: 1.000 a 100.000.

OBJETIVO

Analizar la diversidad microbiana del suelo

MATERIAL

Espátula, alcohol, agua destilada estéril, swabs, caja o túnel de esterilidade, placas con medio nutriente (bacterias y hongos) y placas con medio inorgánico (algas).

PROCEDIMIENTO

1. Recoger una muestra de suelo, (uma pizca, del tamaño de la punta de una espátula) para dilución en 100 mL de agua estéril. Sembrar en las placas con swab o cotonete, como indicado en la figura 1.

Los mixomicetes son microorganismos clasificados en el reino Protista. Durante mucho tiempo fueron considerados hongos en función de la semejanza de las etapas reproductivas. Pueden ser encontrados en diferentes locales de la naturaleza, en el suelo del bosque o en trocos de árboles, pero siempre en lugares húmedos y sombreados. En las salidas de campo a Petrópolis identificamos algunas formas de vida como siendo Mixomicetes, cultivándolos en el laboratorio con buenos resultados.

MATERIALES

Una muestra de mixomicetes, un pequeño acuario, un frasco de altura algo menor, papel toalla, tijeras, avena, agua destilada, hoja de PVC (tipo Rolopac).

Cultivo en cámara húmeda

Las muestras colectadas fueron llevadas a una cámara húmeda, en el laboratorio, para posterior observación en el estereomicroscopio.

Puede improvisarse una cámara húmeda con papel de filtro, un poco de avena y un pedazo de algodón húmedo, en una placa de Petri. Sin embargo es preferible el montaje de la figura 1. La muestra colectada se coloca sobre el papel de filtro con unos granos de avena.

Algunos cuidados son esenciales. Las extremidades del papel tienen que permanecer inmersas en agua de modo a conservar la humedad. La avena instantánea no da resultado, es preferible utilizar avena no industrializada. La hoja o film de pVC con que se cubre la cámara mantiene la humedad y deja pasar el aire, que son requerimientos de los mixomicetes.

Cultivo en medio de zanahoria

Preparación

1. Raspar la superficie de 2 zanahorias medias y cortar en pedazos.

2. Extraer el jugo de zanahoria en la licuadora, agregando la menor cantidad posible de agua destilada y filtrando el licuado con un paño.

Disponiendo de un juicer, diluir el extracto del jugo de zanahoria en igual cantidad de agua destilada.

3. Agregar agar (2%) al jugo diluido y calentar hasta disolverlo.

4. Esterilizar.

5. Enfriar durante unos minutos y distribuir el medio en una capa gruesa en las placas de Petri previamente esterilizadas.

Siembra y repique

Distribuir en la superficie del medio una tira o varios discos de papel estériles. Sembrar los mixomicetes en el borde de la placa, con el alza esterilizada. Debido a la abundancia de nutrientes, los mixomicetes crecen y se expaden por toda la superficie. Para repicar el cultivo bastará transferir el disco de papel o la tira correspondiente.

16. EL BOSQUE DE PINOS

Este protocolo, montado para estudiar el bosque de pinos en Petrópolis (RJ), está basado en el libro de Gerald Durrell “O Naturalista amador” y las preguntas para direccionar el trabajo fueron las siguientes: ¿La luz solar penetra hasta el suelo? ¿Cuál es el tipo de árbol que predomina? ¿Existen otros tipos de árbol? ¿Cuáles? ¿Dónde? ¿Hay plantas con flores? ¿Cuáles? ¿Dónde? ¿Hay helechos (pteridófitas)? ¿Cuáles? ¿Dónde? ¿Hay musgos (briófitas)? ¿Cuáles? ¿Dónde? ¿Hay líquenes? ¿Cuáles? ¿Dónde? ¿Hay hongos? ¿Cuáles? ¿Dónde? ¿Hay rastros de animales? ¿Qué animales pueden ser vistos? ¿Dónde? ¿Cuál es la cobertura del suelo?

CARACTERIZACIÓN DE LA ESPECIE DOMINANTE: EL PINO

¿Cómo son las hojas? ¿Se observan estructuras reproductivas? ¿Dónde? ¿Cómo es la cáscara del árbol? ¿Qué tipo de vegetación crece sobre el tronco? ¿A qué altura? ¿Qué animales viven en el tronco? ¿A qué altura?

DELIMITAR EL SECTOR A ESTUDIAR

Delimitar con un brabante o una cuerda un cuadrado de 10 x 10m y contar el número de pinos dentro del cuadrado.

Número de pinos: __ Número de pinos / metro cuadrado: __

¿COMO MEDIR DISTANCIAS EN CAMPO?

Una de las principales dificultades de las mediciones en campo está en disponer de los instrumentos adecuados. Tradicionalmente se usaron unidades como el pie, la pulgada, el palmo, la brazada etc. Actualmente tenemos aplicativos que nos informan tanto el número de pasos como la distancia recorrida.

Sin esos aplicativos, podremos medir una distancia en pasos con una buena estimativa de su valor. ¿Como calcular cuánto mide el paso de una persona?

El mejor procedimiento consiste en recorrer dos veces la distancia seleccionada, con pasos normales y a una velocidad un poco más lenta de lo habitual. Comenzar con el pie izquierdo y anotar cuantas veces se pisa con el pie derecho hasta completar el tramo. Calcular la media de pasos en 100m y multiplicar por dos para obtener el número de pasos. Dividiendo la distancia por el número de pasos se obtendrá la medida del paso.

TEMPERATURA Y HUMEDAD EN EL BOSQUE

Se define la humedad relativa del aire como la relación entre la cantidad de agua existente en el aire (humedad absoluta) y la cantidad máxima que podría haber a esa misma temperatura (punto de saturación). En campo los estudios suelen ser desarrollados en ambientes diferentes y a diferentes alturas del suelo como, por ejemplo, 0 cm, 30 cm, 90 cm e 150 cm. Podemos diferenciar así pequeños hábitats dentro de otros mayores.

CALCULAR LA DISTANCIA ENTRE LOS ÁRBOLES

Los árboles crecen a cierta distancia unos de otros. Dentro del cuadrado delimitado anteriormente, ¿cuál es la distancia media entre dos árboles?

CALCULAR LA ALTURA MEDIA DE LOS ÁRBOLES

Medir la altura de los árboles con el clinómetro Altura media de los pinos: __

CALCULAR EL O DIÁMETRO DE LOS ÁRBOLES

Utilizando una cinta métrica, medir la circunferencia de los pinos a 1,5 m de altura.

Diámetro = circunferencia media / π

Radio = Diámetro /2

LA EDAD DE LOS ÁRBOLES

¿Como podríamos calcular la edad de los árboles? Basta medir la circunferencia del árbol a 1,5 m de altura. Grosso modo, la edad en años será igual a la medida en pulgadas de la circunferencia del tronco a 1,5 m do solo (1 pulgada = 2,5 cm).

COBERTURA DEL DOSEL

Mantener el densitómetro en la vertical con ayuda de un nivel. Registrar 50 observaciones a lo largo de un camino triangular previamente trazado. En una tabla, marcar con una cruz los puntos en que el follaje puede ser visualizado y los puntos en que se ve el cielo. Calcular el porcentaje de suelo cubierto por el dosel.

VOLUMEN DE MADERA

¿Cuál el volumen de madera existente en el cuadrado delimitado anteriormente? Desde un punto de vista utilitario podemos clasificar la madera existente en el entorno en función del diámetro del tronco: Árboles nuevas, 1 - 10 cm; Estacas, 12,5 - 22,5 cm; Madera para corte, 25 cm ou mais.

¿Cuál sería el volumen de madera para corte existente en un determinado entorno?

Basta completar la fórmula : Base (πr2) x altura x número de árboles = __

¿Esa madera podría ser explotada? Observe la presencia de parásitos etc.

LA CAPA DE HOJAS Y RAMAS DEL SUELO

Colocar una brazada de hojas del suelo en un saco plástico, agregar unas gotas de éter o cloroformo y cerrar bien. Aguardar varios minutos. En una bandeja blanca separar con pinzas los animales encontrados. Conservar en un frasco ¿Cuáles son los organismos identificados? ¿Qué rol cumplen en la hojarasca?

LA HUMEDAD DEL SUELO DEL BOSQUE

Pesar 100gr de suelo y colocarlo sobre un recipiente plástico forrado con papel de filtro. Secar al sol o en la estufa a 40 grados Celsius. Pesar el material diariamente durante 5 días anotando los valores en una tabla.

¿Qué se observó? ¿Cuál es la importancia de las pesadas diarias?

LA ACIDEZ DEL SUELO

En un frasco medidor colocar 100 cm cúbicos de suelo y complementar con 250 cm cúbicos de agua destilada Mezclar y medir la acidez con una tira de papel de pH.

El pH del suelo ideal para la mayoría de los cultivos está entre 6 y 7. Una acidez leve refuerza el calaje, aumenta la porosidad del suelo y favorece la absorción de potásio, azufre, nitrógeno y fosfato. También precipita las sales de aluminio, hierro, manganés , cobre y zinco impidiendo su absorción en cantidades que podrían resultar tóxicas.

LOS MICROORGANISMOS DEL AIRE Y DEL SUELO

LA VIDA SUBTERRÁNEA

Hacer marcaciones, de 5 en 5 cm en un tubo de PVC (5 a 10 cm de diámetro; 15 a 30 cm de largo). Enterrar el tubo hasta el final, retirándolo con cuidado para no perder la columna del suelo. Cerrar las extremidades con un film de PVC y llevar el material al laboratorio. Distribuirlo en una bandeja de plástico y en ambiente bien iluminado separar con un pincel artrópodos, anélidos etc. Sobre bandejas de plástico, colocar o solo (de diferentes profundidades) bem espalhado. Com auxílio de um pincel em ambiente bem iluminado, iniciar a triagem do material, separando artrópodes, anelídeos, etc.

¿Hubo diferencias de distribución de los organismos en relación a la profundidad?

BIBLIOGRAFIA

DURREL G. O Naturalista Amador. São Paulo, Ed. Martins Fontes, 1984.

NUESTRO COMENTARIO

En 2008, el naturalista inglés David Attenborough observó que, al contrario de generaciones anteriores, los jóvenes no consiguen identificar las plantas y los insectos que son encontrados habitualmente en la naturaleza. Difícilmente vivencian una experiencia directa del mundo natural. Las causas son múltiples: vida urbana, disminución de los espacios abiertos, disponibilidad de computadores, celulares e internet, obligaciones escolares y extraescolares.

Irónicamente, esa desconexión con el mundo natural ocurre en un momento histórico en que la preservación del medio ambiente es considerada uno de los grandes compromisos de nuestra sociedad.

Dar a las nuevas generaciones la posibilidad de retomar el contacto con la naturaleza y formar profesionales capaces de percibir su belleza y complejidad son algunas de nuestras contribuciones posibles para un futuro sostenible..

CÓMO MEDIR LA MASA SECA

La obtención de masa seca es un procedimiento usual de laboratorio. La masa vegetal húmeda es puesta a deshidratar al sol o en la estufa (60 grados Celsius), hasta que su peso se mantiene constante. Se trata de un procedimiento lento que puede ser acelerado cuando se dispone de un horno de micro-ondas.

MATERIAL

Biomasa vegetal, recipiente de vidrio y/o papel de secar, balanza (sensibilidad 0,01 g), un vaso con agua, horno de micro-ondas.

Además de los cuidados habituales, se debe colocar un vaso con agua en el horno de micro-ondas, para evitar que el material prenda fuego. Ya nos ocurrió. En caso de procesar varias muestras, se debe verificar el contenido del vaso cada vez que se encienda el horno.

PROCEDIMIENTO

1. Pesar el recipiente en el cual será deshidratado el material.

2. Agregar el material y pesar el conjunto formado por el material húmedo y el recipiente.

3. Calcular la masa húmeda (g) por diferencia entre el conjunto anterior y el recipiente.

4. Colocar en el horno de micro-ondas y calentar 3 a 5 minutos a potencia máxima. No olvidarse de colocar un vaso con agua.

5. Pesar nuevamente el conjunto formado por el material y el recipiente.

6. Colocar nuevamente en el horno de micro-ondas y calentar un minuto más.

7. Pesar nuevamente el conjunto formado por el material y el recipiente. Si se verifica una disminución de la masa, repetir los dos puntos anteriores hasta que el valor permanezca constante (material seco).

8. Calcular la masa seca (g) por diferencia entre el valor encontrado en el punto anterior y el recipiente.

9. Calcular el porcentaje de masa seca: Ms% = [masa seca (g) / masa húmeda (g)] x 100

NUESTRO COMENTARIO

Los tiempos de secado pueden variar, dependiendo de la potencia del horno de micro-ondas. Colocar siempre el vaso con agua y verificar su contenido.

Figura. Plantas de tomate y las mismas plantas, después del secado

COMPOSICIÓN DE ALGUNOS MEDIOS DE CULTIVO PARA BACTERIAS Y HONGOS

Generalmente se compran a un proveedor especializado.

CALDO NUTRIENTE PARA BACTERIAS (= caldo de carne simple)

Composición:

Extracto de carne 3 g, peptona 5 g, agua destilada 1000 mL

Observación: el caldo también puede ser preparado como a seguir:

Cortar en pedazos pequeños 500 g de carne sin grasa, agregar 900 mL de agua y dejar 12 horas en la heladera. Calentar lentamente y hervir durante 10 minutos. Agregar 5 g de sal (no iodada). Retirar la espuma, enfriar y filtrar dos veces. Completar el volumen a 1.000 mL.

AGAR NUTRIENTE PARA BACTERIAS (= agar simple)

Composición: Extracto de carne 3 g; peptona 5 g; agar 15 g; agua destilada 1000 mL.

MEDIO DE AGAR SABOURAUD PARA HONGOS

Composición: Peptona 10 g; sacarosa 40 g; agar 20 g; agua destilada 1.000 ml; pH 5,6

En el laboratorio didáctico se puede agregar sacarosa a un medio para bacterias para favorecer el crecimiento de hongos.

MEDIO DE AGAR-ALMIDÓN PARA HONGOS

Este medio se utiliza para seleccionar microorganismos productores de amilasas y también en elos cultivos de hongos. La actividad amilolítica se revela colocando en el medio unas gotas de lugol que colorea el almidón (azul) y deja un halo claro en el lugar en que fué digerido.

MORFOLOGÍA DE LAS COLONIAS MICROBIANAS

En un medio sólido (agar nutritivo), las células bacterianas se multiplican formando colonias. El criterio morfológico (tamaño, forma, estructura, etc.) permite diferenciar una especie de otra y puede servir inicialmente de base para análisis de biodiversidad (Figura 1). No obstante, otros criterios complementarios (Bioquímicos, fisiológicos, genéticos) son indispensables para clasificar adecuadamente a los microorganismos.

BIBLIOGRAFÍA

NEDER R.N. Microbiologia: manual de laboratório. São Paulo, Nobel, 1992.

COMPOSICIÓN DE UN MEDIO DE CULTIVO PARA PROTOZOARIOS

Los protozoarios crecen mejor con luz moderada, a una temperatura de 20 grados Celsius y pH neutro o levemente alcalino. Suelen usarse cristalizadores pero cualquier recipiente parecido sirve. Hay que mantenerlos cubiertos y con un volumen de medio constante (200 mL, aproximadamente).

En muchos protocolos se utiliza agua de charco sintética, comprada a algún proveedor. Se la prepara concentrada y se diluye a medida que se necesita usar. Otra forma de obtener agua de charco artificial es partiendo de la solución de Chalkey, cuya composición química es la siguiente: Cloruro de sodio (NaCl) 11,0 g; Cloruro de potassio (KCl) 0,4 g; Cloruro de calcio (CaCl2), 0,6 g; Agua destilada para avolumar a 1000,0 mL

Para preparar el medio de cultivo de protozoarios, se colocan 200 mL de la solución de Chalkey diluida en cada cristalizador y se agregan 5 a 8 granos de arroz previamente calentados. Dejando distancias iguales entre los granos se obtienen centros de concentración.

Hay que aguardar varios días, hasta que los granos de arroz comiencen a pudrirse, antes de inocular el medio. La inoculación puede hacerse con agua parada o lechuga. El pH del cultivo deve mantenerse cercano a 7, adicionando 10 a 20 ml de tampón fosfato (pH = 7).

Conviene hacer observaciones microscópicas periódicas de la infusión ya que al envejecer algunas especies desaparecen y otras se desarrollan. Un registro con diseños y un manual permiten identificar algunas especies.

COMPOSICIÓN DE UM MEDIO DE CULTIVO PARA ALGAS

Las algas pueden ser colectadas facilmente en charcos, lagos, pantanos y riachos, pero será necesario cultivarlas porque no se conservan más que unos días.

En el cultivo de algas hay que tener en consideración tres factores: temperatura, luz y composición del medio de cultivo. La temperatura óptima para crecimiento y conservación de algas es de 20 graus Celsius, aunque muchas especies toleren una variación considerable de ese valor. En general, las temperaturas más altas son mas perjudiciales quue las bajas. Debe evitarse la exposición directa a los rayos solares. Si la iluminación del laboratorio no fuera suficiente, una lámpara de 40 watts, a 1 o 2m de los cultivos dará luz suficiente para asegurar el crecimiento.

La composición de un medio adecuado para el cultivo de algas puede ser el siguiente: Nitrato de potasio (KNO3) 1,00 g; Sulfato de magnesio (MgSO4) 0,25 g; Fosfato de potasio monohidrogenado (K2HPO4) 1,25 g; Agua destilada, avolumar a 1000 mL

CÓMO MEDIR LA TEMPERATURA Y LA HUMEDAD DEL AIRE

Se define la humedad relativa del aire como la cantidad de agua existente en el aire (humedad absoluta) en relación a la cantidad máxima que podría haber a la misma temperatura (punto de saturación).

Una forma simple de medir la humedad es con dos termómetros: uno con el bulbo seco y otro con el bulbo húmedo, es decir envuelto en una gasa mojada. El valor de la temperatura medido con el termómetro húmedo es menor porque el agua evapora enfriando el bulbo. A menor humedad del aire, mayor es la diferencia entre las dos lecturas, porque más agua evapora. E, inversamente, a mayor humedad del aire, menor será la evaporación así como la diferencia entre las dos lecturas.

La tabla al lado indica la humedad relativa para diferentes valores de temperatura, medida com el termómetro de bulbo seco, en función de las diferencias observadas entre los valores medidos con ambos termómetros.

Cuando la temperatura medida com el termómetro seco es de 22 grados Celsius y la diferencia entre las lecturas (termómetro seco y húmedo) es de 3 grados

Celsius, la humedad relativa es de 75%.

En campo, los estudios sobre humedad relativa suelen desarrollarse en ambientes diferentes y a diferentes alturas del suelo como, por exemplo, 0 cm, 30 cm, 90 cm y 150 cm. De este modo se pueden diferenciar pequeños habitats dentro de otros mayores.

FONTE: BSCS/INEC. Biología. Su enseñanza moderna. Buenos Aires, Editorial Estrada, 1970.

PROCEDIMIENTO

El observador se colocará a una distancia B del árbol de modo a visualizar la basa y la cima, como indicado en la figura.

A seguir, observará la cima a través de la pajita, mientras que un/a compañero/a leerá elvalor del ángulo A y uno/a tercero/a anotará el valor correspondiente.

Conociendo el valor de la distancia B, la altura h de los ojos del observador y el ángulo A, la altura del árbol puede ser calculada como cendo o valor da distância B (como?), a altura h dos olhos do observador e o ângulo A, a altura da árvore pode ser calculada como: A = H + h = B.tg α + h . El valor de la tangente α figura en cualquier tabla trigonométrica.