educbiotecnologia - Meio ambiente e biodiversidade

PRIMEIRA PARTE: A CELULOSE

A celulose é o principal componente da parede celular dos vegetais e de alguns protoctistas. Trata-se de um dos mais abundantes polissacarídeos existentes na terra, sendo estimado que a cada ano, 1015 kg de celulose são sintetizados e degradados. Do ponto de vista químico trata-se de um carboidrato complexo e insolúvel formado por micro fibrilas de moléculas de glicose unidas cauda a cauda (10 000). Tanto os papéis como o algodão estão formados principalmente por celulose.

As celulases são enzimas extracelulares, produzidas por fungos, bactérias e protozoários, que hidrolisam a celulose. A associação com microrganismos produtores de celulase permite aos cupins e aos ruminantes a digestão da celulose.

As celulases têm numerosas utilizações: no processamento de café, na indústria têxtil, na composição de detergentes e na produção de papel e celulose. Sua utilização permite o uso de biomassa celulósica como matéria-prima para a produção de etanol.

NOSSO COMENTÁRIO

Este experimento demanda um pouco de paciência porque os resultados aparecem depois de quase dois meses de incubação, durante os quais deve-se manter a umidade do chumaço do algodão. Como 90% do algodão é celulose, o chumaço também é degradado pelos microrganismos do solo.

Os testes realizados como diferentes amostras de solo podem ser observados nas figuras 1 e 2.

Figura 1: Montagem na coluna de vidro e degradação do papel de filtro (Tempo de incubação 45 dias)

SEGUNDA PARTE: A PECTINA

A pectina é um carboidrato vegetal complexo que forma parte da parede das células (lamela mediana que une células adjacentes) e, também, se encontra dentro delas (Figura 1). Pode representar 2 a 35% da parede celular.

A pectina pode ser retirada do bagaço de frutas (limão, por exemplo) e suas propriedades gelificantes encontram aplicação em diversas indústrias (alimentos, cosméticos, produtos farmacêuticos) e também em medicina.

Figura 1: A estrutura da molécula de pectina

Em contato com líquidos, a pectina tem a capacidade de absorver água e formar gel, sendo esta propriedade utilizada na indústria de geleias. As frutas cítricas, a goiaba, algumas variedades de uva e a maçã são consideradas ricas em pectina. Quando necessário, adiciona-se pectina às frutas para conseguir sua gelificação.

Por formar parte da parede vegetal e da lamela mediana, a degradação da pectina favorece a decomposição natural dos vegetais. Numerosos microrganismos produzem pectinases, isto é, enzimas que degradam a pectina. Na produção industrial de sucos de frutas e vegetais a pectina deve ser eliminada devido a sua capacidade de reter líquido e turvar o produto. A ação de enzimas pectinolíticas (pectinases) sobre a pectina é um tratamento utilizado para aumentar o rendimento do processo de extração de suco e melhorar sua qualidade.

NOSSO COMENTÁRIO

Assim como todo experimento de biodegradação, este também demanda um pouco de paciência porque os resultados demoram várias semanas em aparecer e, durante esse tempo deve-se manter a umidade do meio. Como 90% do algodão é celulose, o chumaço também é degradado pelos microrganismos do solo.

Os testes realizados como diferentes amostras de solo podem ser observados na figura anexa

COMO MONTAR UM PROJETO

Acompanhar a degradação do albedo de um cítrico por amostras de diferentes solos.

02. A COMPOSTAGEM DO LIXO

Em condições adequadas, todos os compostos naturais podem ser biodegradados. As populações microbianas mistas do ambiente degradam as substâncias orgânicas através de numerosas reações, sem que sejam necessários cuidados assépticos ou culturas puras. Em condições aeróbias, os produtos finais da mineralização da matéria orgânica são dióxido de carbono (CO2) e água; em condições anaeróbias, forma-se biogás.

Na compostagem, uma etapa intermediária da mineralização, os próprios microrganismos do lixo degradam a matéria orgânica previamente fragmentada e misturada. Ao começar a biodigestão, a liberação de energia causa um aumento de temperatura que elimina a maioria dos microrganismos indesejáveis (sanitização). À medida que a atividade microbiana decresce, o sistema se estabiliza e amadurece até perder todo o seu potencial de biodegradação.

As condições do processo são otimizadas mediante o controle de alguns parâmetros tais como a relação carbono/nitrogênio, a presença de oxigênio, a umidade e a temperatura. O processo pode ser conduzido em sistemas simples (pilhas ao ar livre), ou complexos (silos, biorreatores), sendo necessário, em ambos os casos, remover manual ou mecanicamente o material, para assegurar a aeração durante o processo de biodigestão.

O tratamento dos resíduos sólidos urbanos (RSU) em usinas de compostagem é um procedimento alternativo à incineração e ao depósito em lixões e aterros sanitários. Nesses estabelecimentos, a separação prévia dos componentes permite a reciclagem de alguns materiais (metais, vidro etc.). A biodegradação aeróbia ou mineralização dos restos orgânicos os transforma em um material (composto) que é utilizado em atividades de reflorestamento para combater a erosão, no melhoramento de solos para colmatar terrenos, etc.

NOSSO COMENTÁRIO

Existem diversos modelos de garrafas plásticas no mercado, de modo que a forma de cortar as garrafas poderá variar, obviamente, em função do modelo disponível. A união de encaixe entre as garrafas é reforçada com fita isolante, uma precaução que diminui os riscos de desabamento.

A ventilação dentro da coluna é mantida por alguns furos cobertos com curativos (tipo band aid) ou gaze presa com fita adesiva, de maneira a evitar a entrada de insetos. Um termômetro inserido na parte interna central ou inferior da coluna indicará a temperatura dentro da coluna, que será comparada com a temperatura ambiente.

Os buracos na base da garrafa inferior (4) possibilitam o escoamento de líquidos diretamente na base ou em um frasco.

A utilização de uma garrafa qualquer como base é preferível porque retém os líquidos e permite colocar uma pedra que altere o centro de gravidade dando mais estabilidade à coluna.

SEGUNDA PARTE: A MONTAGEM DA COLUNA

A compostagem é um processo biológico aeróbio no qual os microrganismos (fungos e bactérias) degradam a parte orgânica do lixo.

Aplica-se tanto a resíduos domésticos urbanos e rurais como aos resíduos agrícolas e de jardinagem. As restrições são poucas, abrangendo os restos de carne ou de laticínios e as gorduras, porque dão mau cheiro e atraim moscas e roedores, assim como as feces de animais carnívoros (cachorros, gatos) porque transmitem parasitas. Esta última resalva não se aplica ao esterco de animais herbívoros (vacas, lhamas, aves).

A compostagem é desenvolvida em instalações de diversos tipo, desde os fermentadores industriais até caixas ou amontoados ao ar livre.

No laboratório de ensino, a coluna de compostagem pode ser montada com garrafas plásticas, como indicado anteriormente. Dentro da coluna se colocará, principalmente, lixo doméstico: folhas de alface, cascas de batata, de cenoura e de aboborinha, borra de café, folhas de chá, restos de frutas (maçã, pera etc.). Também se utilizará papel, grama recém cortada e folhas frescas ou secas. Outros materiais serão incluídos em menor proporção: serragem, vasilhames de cartão, sabugo de milho ou cascas de nozes.

A RELAÇÃO C:N

A velocidade e o sucesso da compostagem dependem, em primeira instãncia, da relação existente entre o carbono e o nitrogênio, dois elementos indispensáveis para o crescimento da flora microbiana. Havendo carbono em excesso, o processo será muito lento ou detido. O nitrogênio em excesso causa um acúmulo de amonia NH4+, dando mau cheiro.

A relação ideal entre o carbono e o nitrogênio é de 30:1. Como alcançar esta proporção?

A relação C:N de diversos materiais, que figura na tabela anexa, permite calcular quanto de cada material terá que ser colocado para chegar à relação 30:1. Exemplo: Juntando 1 parte de resíduos de alimentos (C:N = 15), 1 parte de restos de frutas (C:N = 35), 1 parte de folhas secas (C:N = 60) y 1 parte de humus (C:N = 10), teremos uma relação C:N = 30:1.

O OXIGÊNIO

O oxigênio é essencial para o desenvolvimento do processo. No fermentador construído com garrafas plásticas, varias janelas cobertas com curativos ou gaze permitem a circulação do ar. Em alguns casos é necessário sacudir a coluna para aerar o conteúdo.

O TAMANHO DOS FRAGMENTOS

O material deve ser cortado em fragmentos de 2 a 5 cm. Fragmentos menores se apelmazan dificultando a aeração, fragmentos maiores apresentam pouca superfície de contato com os microrganismos. Convém fragmentar mais o material seco (pardo) que o fresco (verde). Os fragmentos podem ser colocados em camadas alternadas de material fresco e seco, também podem ser misturados antes de introduzidos na coluna.

A UMIDADE

A umidade ideal está entre 50 e 60%. Mais umidade causa o encharcamento do material, que entra em anaerobiose. Menos umidade resulta desfavorável para o crescimento microbiano. Considera-se o valor da umidade ideal quando, ao esprimir o material como se fosse uma esponja, caem sómente uma ou duas gotas de água.

NOSSO COMENTÁRIO

A montagem de uma coluna de compostagem pode ser feita em dois níveis de dificuldade. O mais simples contempla a utilização de quantidades equivalentes de material verde e pardo. Contudo, a montagem é bem mais instigante quando os alunos decidem que materiais vão colocar e em que quantidade para conseguir uma proporção C:N = 30:1.

TERCEIRA PARTE: A COMPOSTAGEM DO LIXO DOMÉSTICO

OBJETIVO

Acompanhar as transformações da matéria orgânica durante a compostagem, um processo biológico aeróbio no qual os microrganismos (fungos e bactérias) transformam a parte orgânica do lixo em um material estável, denominado compost, utilizado na agricultura como adubo e como modificador da estrutura do solo.

MATERIAIS

Coluna de compostagem,

Material para montar a coluna, como indicado anteriormente, 2 termômetros.

PROCEDIMENTO

1. Montar a coluna de compostagem.

2. Colocar um dos termômetros com o bulbo no interior da parte inferior da coluna e o outro do lado da coluna.

3. Registrar diariamente a temperatura no interior da pilha, durante a primeira semana.

4. Registrar semanalmente as mudanças observadas: temperatura, pH, aspecto do lixo, cheiro, tamanho da pilha.

5. Encerrar o experimento depois de, pelo menos, um mês.

NOSSO COMENTÁRIO

O processo começa à temperatura ambiente, com o crescimento de microrganismos mesófilos (bactérias e fungos) que formam ácidos e liberam energia, provocando o aumento da temperatura. Desenvolvem-se então os microrganismos termófilos (bactérias, actinomicetos e fungos), que degradam diversas substâncias (proteínas, gorduras, hemicelulose e celulose), alcalinizando o pH.

Depois de aproximadamente 15 dias, a temperatura declina até alcançar a temperatura ambiente, favorecendo o crescimento dos microrganismos mesófilos (bactérias, actinomicetos e fungos) que neutralizam o pH, degradam lentamente a lignina e formam compostos húmicos.

Ao longo da compostagem, o volume de lixo se reduz consideravelmente até formar o compost, um material de cor escura e cheiro agradável de terra. O teste de estabilidade permite verificar se o compost está pronto.

Teste de estabilidade

Umedecer um pouco do compost e colocá-lo em um frasco. Manter o frasco bem fechado, durante vários dias. Se ao abrir o frasco o cheiro for agradável, pode-se considerar que o compost está estabilizado. Caso contrário, ou se for observada a aparição de micélio, pode-se afirmar que o compost ainda não está pronto.

OBSERVAÇÃO

Nas pilhas de compostagem ao ar livre, que processam volumes maiores de 1 m3, o calor se dissipa lentamente e a temperatura interna pode chegar a 70 graus Celsius. No laboratório de ensino, com este modelo de coluna, observamos diferenças de 5 graus Celsius em relação à temperatura ambiente.

COMO MONTAR UM PROJETO

Modificar o design da coluna de modo a diminuir a perda de calor durante a compostagem (papel jornal, isopor etc.).

Comparar o desenvolvimento da biodigestão em colunas com outras proporções C:N (50:1, 15:1).

Comparar o desenvolvimento do processo em condições normais e quando a coluna é inoculada com húmus de minhoca.

Comparar o tempo de degradação de diversos materiais na coluna de compostagem (plásticos, bioplásticos, papeis etc.).

As chuvas ácidas prejudicam as lavouras, as florestas e os mananciais e, por consequência, os organismos aquáticos. Danificam também as edificações. Por acelerar o processo de oxidação dos metais (ferrugem), as chuvas ácidas aumentaram os gastos de manutenção de pontes e de outras estruturas metálicas.

O impacto da chuva ácida no ambiente pode ser acompanhado pelas alterações provocadas em determinados organismos, que agem como indicadores biológicos de poluição ou bioindicadores. Essas alterações podem ser genéticas, morfológicas, fisiológicas, ecológicas etc.

OBJETIVO

Estudar a ação do dióxido de enxofre (SO2) sobre a germinação de sementes e o crescimento de uma planta.

MATERIAIS

Quatro bandejas ou pratos de plástico, 4 béqueres de 50 ml, papel toalha, algodão, 4 sacos grandes de plástico transparente, metabissulfito de sódio (Na2S2O5), 4 elásticos, 100 sementes do mesmo tipo (arroz, girassol, milho, mostarda, agrião etc.), 1 proveta, balança, espátula.

PROCEDIMENTO

1. Cobrir os pratos com papel toalha, distribuir 25 sementes em cada um deles e acrescentar um algodão úmido sobre o papel toalha. A função deste algodão é de manter a umidade necessária para a germinação das sementes.

2. Rotular os béqueres e pesar o metabissulfito de sódio (0 mg, 0,1 mg, 1mg, 5 mg).

3. Acrescentar 25 ml de água no primeiro béquer (0 mg, controle, sem metabissulfito de sódio). Introduzir o béquer em um saco plástico junto com um prato com sementes. Fechar o saco com um elástico (Figura 1). Nesse ambiente fechado, a água vai evaporar e a atmosfera ficará saturada de vapor d’água.

4. Acrescentar 25 ml de água no béquer contendo 0,1mg de metabissulfito de sódio. Introduzir como anteriormente o béquer em um saco plástico junto com um prato com sementes. Fechar o saco com um elástico. Nesse ambiente fechado, o metabissulfito de sódio reagirá com a água formando SO2, acidificando a atmosfera.

5. Repetir o item anterior com o béquer contendo 1 mg de metabissulfito de sódio.

6. Repetir novamente o item 4 com o béquer contendo 5 mg de metabissulfito de sódio.

NOSSO COMENTÁRIO

A Figura 1 mostra alguns detalhes, como o fechamento dos sacos plásticos e a utilização de um único saco para os experimentos montados por vários grupos de estudantes, com a mesma quantidade de metabissulfito de sódio.

A figura 2 mostra alguns dos resultados obtidos com diferentes sementes.

A atividade fica mais interessante quando cada grupo de alunos estuda um tipo diferente de semente, porque da comparação dos efeitos da chuva ácida surge muito mais claramente a noção de bioindicador.

03. CONTAMINAÇÃO E TRATAMENTO DA ÁGUA

OBJETIVO: observar o desenvolvimento de microrganismos em presença de determinados poluentes.

MATERIAIS

Água de rio ou charco, feno, caldo nutriente, nitrato de potássio, fosfato de potássio, desinfetante, 6 frascos com tampa, proveta, conta-gotas, lâminas e lamínulas, microscópio estereoscópico (lupa) ou aplicativo de celular, balança.

PROCEDIMENTO

1. Rotular os frascos de A até F.

2. Pesar 0,1 g de nitrato de potássio e colocá-lo no frasco B.

3. Pesar 0,1 g de nitrato de potássio e 0,1 g de fosfato de potássio e colocá-los no frasco C.

5. Pesar 0,01 g de caldo nutriente e colocá-lo no frasco D.

6. Pesar 1 g de caldo nutriente e colocá-lo no frasco E.

7. Esmigalhar um pouco de feno e colocá-lo no frasco F.

8. Com a proveta, acrescentar 100 cm3 de água de rio ou charco em cada frasco (de A até F).

9. Fechar os frascos (não hermeticamente)

10. Incubar na luz, a temperatura ambiente por várias semanas. Por quê?

11. Observar no microscópio estereoscópico o conteúdo de cada frasco. Fazer os desenhos correspondentes.

12. Interpretar as diferenças observadas.

NOSSO COMENTÁRIO

Os frascos representam diferentes tipos de contaminação: nenhuma contaminação (A), contaminação por nitratos (B), muita contaminação por esgoto sem tratamento (E), pequena contaminação por esgoto sem tratamento (D), esgoto tratado (C), contaminação por material vegetal (F).

Figura: Duas fotos de um experimento realizado no laboratório.

Um bom exemplo do cuidado que deve ser seguido na leitura de um protocolo. Observe-se que a ordem na foto é A, B, E, D, C e F. Já em A se observa a presença de algas que crescem visivelmente em D e C. A produção e separação de biomassa de algas é uma forma de remover os nitratos e fosfatos do esgoto tratado. Em E, mesmo com uma quantidade de caldo nutriente 10 vezes menor ao solicitado, a água toma uma cor amarronzada.

05. ENSAIOS BIOLÓGICOS

Um ensaio biológico é um experimento em que a toxicidade de uma substância química é testada em seres vivos. Um tipo de ensaio biológico é aquele em que se medem as respostas dos organismos quando expostos a diferentes doses de uma substância.

Neste protocolo utilizaremos a planta Lemna como agente biológico. Colocaremos as plantas em recipientes com diferentes concentrações de sulfato de cobre, monitorando sua apariência e o seu crescimento durante um período de cinco dias.

Nos ensaios biológicos, a análise dos resultados contempla LC50 ou dose letal 50 (concentração que mata 50% dos organismos testados) e a TC50 ou concentração tóxica 50 (concentração tóxica na que os organismos crescem só 50% em relação ao grupo controle). Nesta atividade utilizaremos este último indicador, significando que as plantas crescem mais lentamente do que em uma solução menos tóxica.

OBJETIVO: testar a toxicidade do sulfato de cobre nas plantas de Lemna.

MATERIAL

Plantas de Lemna, fertilizante líquido, pinças, diluições seriadas (100%, 10%, 1%, 0,1%, 0,01%, 0,001%) de sulfato de cobre na concentração de 500 mg/L, 3 copos plásticos por concentração e 3 para o controle, pipetas.

PROCEDIMENTO

1. Colocar 30 mL de cada diluição em cada copo, e 30 mL de água no controle. Acrescentar uma gota de fertlizante em cada copo.

2. Colocar 3-5 plantas em cada copo. Cobrir com Rolopac e deixar os copos expostos à luz por uma semana.

3. Observar e registrar qualquer sinal de deterioro, tal como a ausência de raízes ou a cor amarelada.

4. Contar o número de frondes de cada planta e registrar os dados em uma tabela.

5. Representar graficamente a média do número de frondes de Lemna em presença de diferentes quantidades de sulfato de cobre.

6. O efeito da substância no crescimento de Lemna é proporcional à concentração? Determinar a TC50. Concluir em relação à toxicidade da substância testada.

Sulfato de cobre concentração 100% = 500 mg/L Duração do experimento ____dias

Constantes: temperature_______ Luz ___________

Os trabalhos de Louis Pasteur e Robert Koch na segunda metade do século XIX basearam-se tecnicamente na obtenção de cultivos bacterianos puros. Além de fundamentais do ponto de vista conceitual, esses trabalhos possibilitaram grande avanços nas áreas da medicina e da indústria.

Em outra linha de pesquisa, Martinus Willen Beijerinck e Sergei Winogradsky estudaram as comunidades microbianas em seus ambientes naturais.

Os estudos ecológicos permitiram compreender as características metabólicas dessas comunidades e esclarecer as etapas do ciclo de alguns elementos (carbono, nitrógeno, azufre).

A coluna de Winogradsky· é uma forma simples de selecionar e estudar os microrganismos existentes em qualquer ambiente. A coluna pode ser montada a partir de lodo ou solo de qualquer origem, com água proveniente da mesma fonte ou de uma fonte diferente. A seleção de diferentes tipos de microrganismos se consegue mediante o acréscimo de alguns componentes (orgânicos e inorgânicos) e o ajuste do pH. A iluminação estimula o crescimento de fotótrofos (aeróbios e anaeróbios), que se desenvolvem formando um biofilme entre a parede da garrafa e o meio. Perto do topo da coluna crescerão os organismos aeróbios e microaerófilos, no fundo se multiplicarão os anaeróbios (Clostridium, bactérias metanogênicas)

A construção de uma coluna de Winogradsky envolve o enriquecimento de uma amostra de solo com nutrientes, de modo a favorecer o crescimento de algumas comunidades em detrimento de outras. Existem numerosas variações e combinações possíveis na escolha das fontes de enriquecimento:

1. Fontes de carbono:

Materiais que liberam carbono rapidamente tais como carbonato de sódio, bicarbonato de sódio ou carbonato de cálcio (giz moído).
Materiais de origem vegetal que liberam carbono mais lentamente, tais como grama, feno, agulhas de pinho, papel jornal, papel higiênico, amido de milho, aveia, serragem etc.

2. Fontes de enxofre: Enxofre, sulfato de cálcio, sulfato de magnésio, ovos cozidos, queijo etc.

3. Fontes de ferro: Limalha de ferro, qualquer comprimido contendo ferro.

4. Fontes de fósforo e potássio: Ouro verde ou qualquer outro fertilizante para plantas com K2HPO4 Proporção: meia colher de chá/l.

5. Fontes de vitaminas: qualquer produto multivitamínico.

Uma modificação parcial ou total do modo de enriquecimento ou do tratamento permite selecionar microrganismos com características específicas: bactérias de ferro (ferro), bactérias do ciclo do nitrogênio (fertilizante em excesso), bactérias termófilas (incubação a temperatura elevada), bactérias halófilas (sal), bactérias acidófilas (vinagre), bactérias basófilas (fermento químico) etc.

As variações parecem ser infinitas. Há quem coloque coca-cola no meio e quem acrescente um pedaço de casca de fruta para identificar os microrganismos capazes de colonizá-las.

Onde está a dimensão tecnológica? O método se aplica na prospecção de bactérias capazes de degradar algum contaminante. Em amostras de solo enriquecidas com essa substância, só crescerão aquelas que são capazes de metabolizá-la. Contextualizando biotecnologicamente o método, entraremos no sendero da biorremediação.

OBJETIVO

Construir uma coluna de Winogradsky para evidenciar os microrganismos envolvidos no ciclo do enxofre.

MATERIAIS BÁSICOS

1 bacia, garrafas plásticas transparentes de 2 l, 1 funil, 1 copo plástico, lodo ou amostra de terra do local analisado, água do mesmo local, uma fonte de celulose (10 g de papel higiênico), uma fonte de fósforo e potássio (1 colher de chá de fertilizante para plantas por litro), uma fonte de CO2 (5 g de giz moído), uma fonte de enxofre (5 g de gema de ovo cozido) e, eventualmente, uma fonte de ferro, pedaços de pano para cobrir as garrafas, elásticos.

PROCEDIMENTO

1. Colocar em um recipiente cinco copos de lama, areia ou terra; retirar todas as pedras, ramos ou folhas.

2. Diluir uma colher das de chá de fertilizante em um volume equivalente de água do mesmo local.

3. Preparar com ambas partes uma mistura de consistência cremosa, suficientemente fluida para passar pelo funil.

4. Colocar no fundo da garrafa 10 g da fonte de celulose, 5 g da fonte de CO2, 5 g da fonte de enxofre e, eventualmente, a fonte de ferro.

5. Acrescentar um pouco da mistura. Eliminar o ar, batendo com firmeza para assentar a mistura.

6. Colocar outras camadas de lodo, assentando-as como anteriormente, até que a garrafa esteja 90% cheia. Se for necessário, eliminar as bolhas existentes mexendo com uma vareta.

7. Aguardar 30 minutos. A camada de água na parte superior deverá medir pelo menos dois cm de altura. Acrescentar água, se for o caso. Observe-se que a proporção das camadas inferior de lodo e da camada superior de água pode variar.

8. Cobrir a garrafa com um pano e fechar com um elástico.

9. Incubar em um lugar onde receba suficiente luz, mas não sol direto.

10. Acompanhar semanalmente as variações, e acrescentar água quando necessário para não deixar secar a coluna.

NOSSO COMENTÁRIO

Os materiais e o procedimento descritos no protocolo permitem estudar os organismos envolvidos no ciclo do enxofre (meio enriquecido com celulose, enxofre e cálcio), como observado na figura ao lado, que mostra duas colunas de Winogradsky montadas com um solo rico em ferro (Petrópolis) e com areia das praias da Urca (Rio de Janeiro) e de Angra dos Reis (RJ).

Observações

Numa coluna clássica se observa a liberação de gas (SH2, CO2). No fundo da coluna podem aparecer algumas manchas pretas, devidas à reação química do SH2 liberado pela ação bacteriana com o ferro do solo, representada na equação:

H2S + Fe2+ → FeS↓ + H2 ↑

Dependendo da quantidade de ferro, as manchas podem se estender por toda a coluna.

Um pouco mais acima, manchas de cor púrpura e verde indicam o crescimento das bactérias do enxofre. Sendo menos exigentes em relação ao SH2, as bactérias púrpuras crescem antes que as verdes e mais acima. Havendo pouco oxigênio, as bactérias púrpuras podem florescer (blooming) chegando a ser visualizadas no líquido da parte superior da coluna.

A aparição de manchas de cor vermelho o ferrugem por cima das bactérias púrpura do enxofre pode ser devido ao crescimento das denominadas bactérias não dependentes do enxofre (Rhodospirillum) que só suportam baixas concentrações de SH2.

Dependendo da origem das amostras do solo e do enriquecimento se observarão na superfície organismos pertencentes a diferentes grupos: Cianobactérias, Algas, Protistas e Invertebrados. De particular interesse é Beggiatoa, una bacteria filamentosa que cresce en suelos anóxicos e pode ser considerada um indicador de poluição.

Interpretação

No fundo da coluna, a celulose e o enxofre estimulam o crescimento de bactérias específicas. Algumas (Clostridium) degradam a celulose liberando glicose que é tanto fonte de carbono como fonte de energia, via fermentação. Cria-se um ambiente anóxico e ao longo da coluna se estabelece um gradiente de oxigênio onde o fundo é anaeróbio e a superfície aeróbia.

No ambiente anóxico do fundo da coluna proliferam outras bactérias (Desulfovibrio). Sua fuente de carbono são os subprodutos das fermentações anteriores. A energia é obtida mediante respiração anaeróbica, reduzindo o enxofre e o sulfato disponível a SH2. Este último se difunde formando na coluna um gradiente de SH2 inverso ao de oxigênio.

Parte do SH2 que chega até a parte superior da coluna é oxidado a sulfato por bactérias incoloras aeróbias (Beggiatoa, Thiobacillus, Thiotrix) que turvam a superfície do líquido. O sulfato se difunde hacia abaixo, instaurando na coluna um conjunto de reações de oxidação e redução característico do ciclo do enxofre.

Ao longo da coluna e em função das condições ambientais (presença de oxigênio e de SH2) pode-se reconhecer outras comunidades bacterianas relacionadas com o ciclo do enxofre. Na parte inferior, onde as condições são anaeróbias, crescem bactérias dependentes do enxofre, visualizadas como manchas verdes (Chlorobium) e/ou púrpuras (Chromatium). Trata-se de um grupo de bactérias que realiza uma fotosíntese anoxigénica, onde o SH2 substitui a água e se produz S elemental.

COMO MONTAR UM PROJETO

Comparar o desenvolvimento das comunidades bacterianas de uma amostra em colunas enriquecidas com diferentes quantidades de sulfato de cálcio.

Comparar o desenvolvimento das comunidades bacterianas de várias amostras em colunas enriquecidas do mesmo modo.

Comparar o desenvolvimento das comunidades bacterianas de uma amostra em colunas enriquecidas do mesmo modo, incubadas em diferentes condições de iluminação (ou de temperatura).

BIBLIOGRAFIA

MADIGAN, M.T. et al. Microbiologia de Brock. São Paulo, Pearson Education do Brasil, 2004.

Existen innumerables y buenos protocolos en Internet, siendo mis preferidos:

Building a Winogradsky Column. An Educator Guide with Activities in Astrobiology.

Deacon, J. The Microbial World: Winogradsky column: perpetual life in a tube.

La colonne de Winogradsky. Illustration de la photosynthèse microbienne et du cycle du soufre.

07. O STRESS SALINO

A salinidade dos solos está aumentando em muitas regiões da terra, especialmente em aquelas propensas à seca e com escassas chuvas. O vigor de uma planta depende de sua capacidade de florescer e produzir sementes viáveis. Como poderá o stress salino dificultar a produção de sementes e outras partes das plantas para o consumo animal e humano?

OBJETIVO: Estudar o efeito da salinidade na germinação de sementes.

MATERIAIS: sacolas plásticas, papel toalha e sementes (girassol, feijão, tomate, arroz, cenoura, milho, aveia, ou cevada), cloreto de sódio (NaCl), algodão, balança.

Preparação das soluções. (Para reduzir a quantidade de material, testar com água destilada e as soluções 1 e 4, por exemplo)

Água destilada
Solução 1 (2,5 g de sal em 1 L de água destilada)
Solução 2 (5 g de sal em 1 L de água destilada)
Solução 3 (10 g de sal em 1 L de água destilada)
Solução 4 (15 g de sal em 1 L de água destilada)

PROCEDIMENTO

1. Determinar o tipo de sementes que será estudado, o número de envelopes e o número de sementes que será colocado em cada envelope (n = )

3. Preparar os envelopes com papel toalha e um chumaço de algodão (COMPLEMENTOS TÉCNICOS)

4. Distribuir as sementes em cada envelope.

5. Colocar a mesma quantidade de água ou da solução salina correspondente em cada envelope. Cuidado! As sementes devem ficar úmidas, não encharcadas.

6. Uma semana depois, contar o número de sementes germinadas em cada envelope.

7. Montar uma tabela indicando o número de sementes germinadas e a percentagem (%) correspondente no controle (àgua) e em cada uma das 4 soluções de NaCL.

8. Representar graficamente e interpretar os dados obtidos.

NOSSO COMENTÁRIO

Afim de diminuir a contaminação por fungos, pode-se desinfetar previamente as sementes com água sanitária ou CLORIN

COMO MONTAR UM PROJETO

Comparar os resultados obtidos com sementes diferentes e classificá-las em ordem decrescente de resistência à salinidade.

08. COMPETIÇÃO INTRAESPECÍFICA

A competição por recursos naturais limitados é um tema fundamental no estudo das comunidades vegetais. O estudo da competição entre indivíduos de uma mesma espécie (= competição intraespecífica) permite entender aspectos relacionados com densidade de população e produção.

OBJETIVO: Observar diferenças morfológicas nas mudas de rabanete e medir variações na produção e na produtividade de plantas de rabanete quando as sementes são plantadas em diferente densidade.

MATERIAIS: sementes de rabanete, 9 copos de plástico de 500 mL furados em baixo, terra de jardim, régua, balança, estufa a 60 graus Celsius ou forno de microondas, balança.

PROCEDIMENTO

1. Colocar terra de jardim nos copos

2. Rotular os copos indicando o grupo e o tipo de cultura (alta, média ou baixa densidade)

3. Contar e separar as sementes em 9 lotes: 3 de alta densidade (128 sementes), 3 de média densidade (64 sementes) e 3 de baixa densidade (32 sementes).

4. Após umedecer a terra, fazer a semeadura distribuindo as sementes de maneira homogênea. Cobrir as sementes com uma capa fina de terra.

5. Verificar periodicamente a umidade da terra e, quando necessário, regar as plantas.

6. Depois de um mês, observar atentamente as plantas e comparar a aparência das mudas, o diâmetro do caule, a distância entre os nós e o tamanho das folhas.

7. Colher as plantas cortando-as na altura do solo. Em cada categoria (baixa, média e alta densidade) incluir as plantas das três repetições.

8. Pesar as plantas de cada copo e anotar o valor da massa fresca (mg).

9. Colocar na estufa a 60 graus Celsius até secar. Pesar novamente e anotar o valor da massa seca (mg) no lugar correspondente da tabela.

A obtenção de massa seca é um procedimento usual de laboratório. A massa vegetal úmida é colocada para desidratar no sol ou na estufa (60 graus Celsius), até que seu peso se mantenha constante. Trata-se de um procedimento lento que pode ser acelerado quando se dispõe de um forno de micro-ondas (COMPLEMENTOS TÉCNICOS).

10. Quais as variações observadas na morfologia das plantas?

11. Montar e completar uma tabela indicando o tipo de cultura, o número de plantas, a massa fresca (mg), a massa seca (mg) com os dados obtidos.

12. Representar, em diagrama de barras, a produção (massa seca, mg) e a produtividade (massa seca, mg) por planta de cada lote.

13. A competição mostrou algum efeito de densidade? Se a resposta for afirmativa, qual a importância para a agricultura?

NOSSO COMENTÁRIO

Trata-se de uma atividade relativamente simples, sendo necessário contar com um lugar bem iluminado e conseguir padronizar as regas dos diferentes grupos. Em um experimento com três repetições, realizado em nosso laboratório com plantas de tomate, observamos que a altura das plantas e o tamanho das folhas são ligeiramente maiores nas baixas densidades populacionais.

Os dados obtidos no experimento mostram uma tendência geral (Tabela 1). Para um tratamento estatístico deve-se trabalhar com um número maior de repetições.

Observe-se que à medida que a densidade populacional aumenta, também aumenta a massa seca. Contudo, isso não acontece com a massa seca por semente, que diminui rapidamente quando colocamos mais de 32 sementes em cada pote.

No cálculo da massa seca por planta, pode-se questionar a escolha do número de sementes em vez do número de plantas vivas. Este último é um pouco menor, mas como essa diminuição não deixa de ser uma das consequências da competição, pode-se utilizar o número de sementes plantadas.

COMO MONTAR UM PROJETO

Repetir o experimento com outras sementes como, por exemplo, mostarda ou cenoura.

Comparar a competição intraespecífica em diferentes espécies.

09. ALELOPATIA

A produção de substâncias químicas por algumas plantas e sua liberação no ambiente pode ter um efeito benéfico ou desfavorável para outras plantas (alelopatia).

Certas plantas perenes que crescem em ambientes áridos produzem substâncias inibidoras da germinação e do crescimento de outros vegetais. Esse efeito tende a diminuir a competição no lugar onde a planta se desenvolve.

Alguns dos inibidores são substâncias voláteis liberadas na atmosfera; outras são solúveis em água e chegam até o solo, seja porque são produzidas pela raiz, seja porque a água lava a superfície da planta ou restos dela.

OBJETIVO: evidenciar o efeito inibidor do extrato de folhas de eucalipto na germinação de sementes.

MATERIAIS

Liquidificador, régua, balança, folhas de eucalipto, peneira ou coador, 2 envelopes plásticos (mínimo) para a germinação de sementes (COMPLEMENTOS TÉCNICOS), papel pardo ou papel alumínio, sementes (agrião, mostarda, tomate e/ou girassol).

PROCEDIMENTO

A. Preparação de um extrato aquoso de folhas de eucalipto

Pesar 100 g de folhas e passar no liquidificador com 100 ml de água; filtrar e colher o líquido filtrado.

Figura: Preparação do extrato aquoso de eucalipto

B. Teste biológico

1. Embeber as sementes em água por 1 ou 2 horas e colocar nas sacolas plásticas.

2. Em uma das sacolas, molhar o algodão com água

3. Na outra sacola, molhar o algodão com a mesma quantidade do extrato aquoso de folhas de eucalipto.

4. Cobrir a parte inferior das sacolas com papel pardo.

5. Depois de 1 semana retirar o papel e medir o comprimento das raízes.

6. Montar uma tabela comparando o comprimento das raízes nos dois envelopes.

7. Interpretar os dados.

NOSSO COMENTÁRIO

Trata-se de uma atividade que não envolve dificuldades além da preparação dos envelopes e a organização do trabalho.

COMO MONTAR UM PROJETO

Aumentar o número de sementes (e de envelopes) afim de obter resultados estatísticos.

Fazer o teste biológico com sementes diferentes e comparar os dados.

Mudar o procedimento como no slide no guia de imagens

10. COMPETIÇÃO INTERESPECÍFICA

A competição entre duas populações de diferentes espécies ocorre quando um recurso mutuamente necessário se encontra em quantidade limitada. Este tipo de competição é importante nos sistemas agrícolas porque o crescimento de plantas não desejadas (“daninhas”) pode reduzir a produção de maneira significativa.

Em condições naturais, a competição entre plantas é afetada pela presença de herbívoros, patógenos e microrganismos mutualísticos (micorrizos e rizóbios).

Uma forma de estudar a competição entre duas espécies de planta é comparando seu crescimento em cultura mista (espécie A + espécie B) a seu crescimento em monocultura (espécie A; espécie B), em uma determinada densidade populacional (Figura 1).

OBJETIVO: Comparar a capacidade competitiva da mostarda e do agrião.

MATERIAIS

192 sementes de mostarda, 192 sementes de agrião, 9 copos de plástico de 500 ml furados embaixo, terra de jardim, balança. Para a obtenção da massa seca, ver COMPLEMENTOS TÉCNICOS.

PROCEDIMENTO

1. Rotular 3 copos como MCm (monocultura de mostarda), 3 copos como MCa (monocultura de agrião) e os 3 restantes como CMma (cultura mista de mostarda e agrião).

2. Colocar a terra de jardim nos copos.

3. Separar 3 lotes de 128 sementes de mostarda, 3 lotes de 128 sementes de agrião, 3 lotes de 64 sementes de mostarda e 3 lotes de 64 sementes de agrião.

4. Semear os lotes de 128 sementes de mostarda nos 3 copos rotulados como MCm e os lotes de 128 sementes de agrião nos 3 copos rotulados como MCa. Semear 64 sementes de mostarda e 64 de agrião em cada um dos copos restantes (CMma).

5. Cobrir com uma camada fina de terra. Umedecer.

6. Manter os cultivos na luz e regá-los periodicamente durante 4 a 6 semanas.

7. Colher as plantas cortando-as na altura do solo. Contar o número de plantas de agrião e mostarda prestando muita atenção na contagem das culturas mistas.

8. Medir a massa fresca (g) de mostarda e de agrião, em monocultura e em cultura mista, registrando os dados.

9. Medir a massa seca (g) de mostarda e de agrião, em monocultura e em cultura mista, como indicado nos COMPLEMENTOS TÉCNICOS e registrar os dados em uma tabela.

10. Representar graficamente as massas secas de mostarda e de agrião, em monocultura e em cultura mista. Interpretar.

11. Representar graficamente a massa seca por planta viva de mostarda e de agrião, em monocultura e em cultura mista. Interpretar. Os dados seriam diferentes se em vez das plantas vivas considerássemos o número de plantas semeadas?

12. Calcular o coeficiente de competitividade KMA.

13. Houve competição? Nas condições do experimento, qual das duas espécies é mais competitiva?

NOSSO COMENTÁRIO

Trata-se de uma atividade relativamente simples, sendo necessário contar com um lugar bem iluminado e conseguir padronizar as regas.

Em um experimento, realizado em nosso laboratório, estudamos a competição entre plantas de mostarda e de agrião, semeadas em uma densidade de 128 sementes por pote, com 3 repetições (Figura 1). As plantas receberam iluminação artificial dia e noite, durante 3 semanas. Os dados obtidos no experimento mostram uma tendência geral (Tabela 1). Para um tratamento estatístico deve-se trabalhar com um número maior de repetições.

Os dados obtidos sugerem que a mostarda cresce melhor em cultura mista, onde compete com o agrião, que em monocultura, onde a competição é intraespecífica. O agrião cresce melhor em monocultura que em cultura mista com mostarda (Gráfico 1).

O coeficiente de competitividade expressa a maior competitividade da mostarda em relação ao agrião (Kma = 2,6).

PRIMEIRA PARTE: UM ROTEIRO BÁSICO

Por falta de uma organização prévia do trabalho a ser realizado e das responsabilidades concomitantes, as saídas de campo costumam se transformar facilmente em passeio para os alunos, e em pesadelo para os docentes. Dividir os estudantes em pequenos grupos com uma tarefa específica que envolva o estudo dos fatores bióticos e abióticos do ambiente é um modo de assegurar o sucesso do evento. Não se precisa muito material.

No roteiro a seguir desenvolvemos um plano de trabalho em que os estudantes terão que observar, medir, interpretar e comunicar sua experiência em um ambiente externo, diferente do habitual.

OBJETIVO: Observar e caracterizar um ambiente externo.

MATERIAIS: Mapa, bússola, termômetro, algodão, tabela de umidade relativa, papel de pH, sacolas plásticas, kit de jardinagem, biruta, cata-vento, câmera fotográfica ou telefone celular, sacolas plásticas, tesouras.

COMPLEMENTOS TÉCNICOS: Medir a temperatura e a umidade do ar; escala de Beaufort simplificada; medir a umidade e a acidez do solo.

PROCEDIMENTO

1. Esquematizar o terreno, localizando os pontos cardinais.

2. Estudar os fatores abióticos do ambiente.

A. Medir a temperatura no solo com o termômetro de bulbo seco e o termômetro de bulbo úmido. Calcular a umidade relativa.

B. Repetir o procedimento a 1,5 m do solo. Comparar os valores obtidos. Interpretar.

C. Observar a direção do vento (biruta)

D. Estimar a velocidade do vento (Escala de Beaufort simplificada)

E. Estimar a luminosidade (baixa, média, alta)

O método dos quadrats, também conhecido por método das parcelas, é um dos procedimentos mais usados para o levantamento por amostragem da diversidade vegetal presente em determinado ambiente. O tamanho das parcelas depende do tipo de vegetação: 0,5 a 1 m2 para as comunidades herbáceas, 10 a 25 m2 para as comunidades arbustivas e 100 a 500 m2 para as florestas.

A localização das parcelas pode ser sistemática ou aleatória. O número de parcelas varia com as comunidades vegetais presentes, os objetivos de estudo e o grau de precisão almejado. Contudo, a amostragem deve considerar entre 1 e 20% da área total da comunidade estudada. Uma vez estabelecidas as parcelas, as espécies são individualmente identificadas e contadas.

O método das parcelas pode ser usado em estudos de diferente tipo, como, por exemplo, a biodiversidade presente em uma comunidade herbácea.

Utilizam-se quadros de madeira de 1 m2 com subdivisões internas que facilitam o levantamento da flora presente no lugar.

BIBLIOGRAFIA

BSCS/INEC. Biología. Su enseñanza moderna. Buenos Aires, Editorial Estrada, 1970.

Ecological sampling methods.

OBJETIVO: Estudar a biodiversidade de uma comunidade herbácea, aplicando o método dos quadrats.

MATERIAIS

De uso geral: máquina fotográfica, 50 m de corda, 1 bússola, termômetro seco e termômetro úmido; tabela de umidade relativa.

Por grupo: 1 quadro de madeira de 1 m x 1 m com subdivisões, prancheta, papel, lápis e borracha.

PROCEDIMENTO

Selecionar o lugar que será estudado.

2. Delimitar um quadrado de 10 m x 10 m e fazer um levantamento da flora do lugar, diferenciando árvores (plantas com um caule de diâmetro > 1 cm) de arbustos (plantas com um caule de diâmetro entre 0,5 cm e 1 cm) e plantas primitivas (samambaias, musgos, liquens).

3. Colocar (como? os quadros no terreno e distribuir os grupos de participantes nos quadrats.

4. Fotografar uma vista aérea de cada quadrat, de maneira que a subunidade denominada 1 fique na parte superior esquerda da foto, como no exemplo ao lado.

8. Calcular o número total de indivíduos de cada espécie.

9. Calcular a densidade (número de indivíduos por metro quadrado) de cada espécie (número de indivíduos/área estudada).

10. Em uma comunidade ecológica, a espécie dominante é aquela que conta com maior número de indivíduos ou com maior quantidade de biomassa. Em função dos dados obtidos nos diferentes quadrats, qual é a espécie dominante?

11. Sabendo que o índice de biodiversidade pode ser calculado como a relação entre o número de espécies e o número de indivíduos, calcular o índice de biodiversidade do lugar. Qual seria o valor máximo possível deste índice?

12. A curva área-espécie ou curva do coletor permite determinar se a amostragem é suficiente para avaliar a biodiversidade presente no lugar. Sendo esse o caso, o número acumulativo de espécies novas permanecerá estável quando houver um aumento da área cumulativa estudada. Completar a tabela a seguir e montar a curva do coletor, isto é a representação gráfica do número cumulativo de espécies novas em função da área acumulada (m2). O número de quadrats estudado consegue cobrir toda a biodiversidade do lugar?

Observar, inventariar e analisar a biodiversidade são algumas das etapas necessárias para estabelecer estratégias de proteção adequadas.

Denominamos liquens um conjunto de seres vivos resultantes da associação entre um fungo e uma alga, ou uma cianobactéria. Trata-se de uma relação simbiótica em que o fungo fornece um ambiente adequado para a alga, no entrelaçado de suas hifas, e a alga abastece o fungo com substâncias orgânicas elaboradas pela via fotossintética (Figura 1).

Figura 1: Relação entre o fungo e a alga nos principais tipos morfológicos de liquens.

OBJETIVO:

Estudar a diversidade dos liquens e sua distribuição em um determinado ambiente.

MATERIAIS

Árvore com vegetação corticícola, bússola, trena ou fita métrica, fita colorida ou barbante, prancheta, lápis e borracha, folha de trabalho (anexa) e grade de 100 pontos (anexa) impressa em folha de acetato.

PROCEDIMENTO

1. Rodear a árvore com a fita a 1,5 m do solo. A altura deve ser superior a 1 m em todos os pontos.

2. Com a bússola, identificar o lado norte da árvore.

3. Colocar a grade, deixando o ponto central alinhado com a direção da agulha e a parte inferior rente à fita.

4. Olhar através de cada ponto da grade e reconhecer a presença de liquens (incrustantes, folhosos ou arbustivos), de musgos ou de casca.

5. Anotar os dados no quadro corrspondente ao norte, na folha anexa, utilizando as siglas a seguir: LE= líquen incrustante, LF = líquen folhoso, LA = líquen arbustivo, M = musgo, C = casca

Repetir o procedimento para os outros pontos cardeais.

7. Análise dos dados. Completar a tabela indicando, em cada orientação, qual a frequência (%) das formas de vida corticícolas identificadas.

8. Para cada orientação, representar em gráfico de pizza os dados anteriores. Interpretar e comparar.

9. Analisar novamente os dados depois de agrupar os valores em classes de frequência.

Classe 1 = frequência de 1-21%;

Classe 2 = frequência de 21-40%;

Classe 3 = frequência de 41-60%;

Classe 4= frequência de 61-80%;

Classe 5 = frequência de 81-100%.

10. Há alguma diferença, em relação à cobertura de liquens, nas diferentes direções?

11.. Existe alguma relação entre a distribuição dos liquens corticícolas e as características do ambiente (umidade, luminosidade etc.)?

NOSSO COMENTÁRIO

A realização desta atividade depende das chuvas de outono e inverno que favorecem o desenvolvimento das formas de vida corticícolas. Uma vez escolhida uma árvore e fixada a grade de 100 pontos (Figura 2), a coleta dos dados pode ser realizada por duas alunos em aproximadamente uma hora. Os padrões de distribuição resultam mais claros à medida que os dados são agrupados em classes de frequência.

14. A DIVERSIDADE DOS MICRORGANISMOS DO AR E DO SOLO

Os microrganismos se encontram em quase todos os lugares da natureza. Ocorrem mais abundantemente onde puderem encontrar alimentos, umidade e temperatura adequada para o seu crescimento e multiplicação.

A. MICRORGANISMOS DO AR

OBJETIVO: evidenciar a biodiversidade microbiana existente no ar.

MATERIAL: três placas de Petri contendo meio nutriente estéril.

PROCEDIMENTO

1. Em um local protegido das correntes de ar, abrir as placas de Petri. Trinta minutos depois fechar as placas e rotular indicando o/a responsável e o lugar de exposição. Incubar a temperatura ambiente durante 1 semana.

2. Em cada placa, contar o número e os tipos diferentes de colônias (forma, textura, cor).

3. Calcular as médias correspondentes e o índice de biodiversidade como a seguir:

Índice de Biodiversidade: número de espécies identificadas / número total de colônias

4. Resumir as conclusões em poucas linhas.

NOSSO COMENTÁRIO

Esta atividade pode ser adaptada aos mais diversos contextos. Basta multiplicar o material para poder comparar a biodiversidade existente em diferentes ambientes externos como em diversos locais do estabelecimento de ensino.

Atenção! NUNCA abrir as placas nos banheiros. Em qual ambiente cresceu o menor número de colônias? Em qual ambiente cresceu o maior número de colônias? Classificar em função do número de colônias e comparar o índice de biodiversidade em diferentes ambientes.

No caso de querer evidenciar a biodiversidade microbiana em um objeto (celular, corrimão etc.) basta passar um swab ou cotonete estéril e riscar a superfície de uma placa contendo meio nutriente estéril.

O solo é habitado por uma enorme variedade de microrganismos cujas atividades estão interligadas entre si e às condições ambientais do meio. Dentre os microrganismos predominantes, podemos destacar as bactérias, fungos e algas.

Bactérias: As bactérias representam a maior parte da população microbiana do solo, tanto em quantidade quanto em variedade. A maioria das bactérias do solo é heterotrófica.

Fungos: Centenas de diferentes espécies de fungo habitam o solo, estando uma maior quantidade próxima da superfície, onde prevalecem as condições de aerobiose. Os fungos são muito ativos na decomposição da matéria orgânica de plantas. Quando cultivados em placa podem ser identificados por sua aparência felpuda.

Algas: Por serem fotoautotróficas, as algas estão predominantemente próximas da superfície do solo. Quando associadas aos fungos, podem auxiliar na transformação de material rochoso. Esta simbiose é denominada Líquen.

Número de microrganismos estimado por grama de solo

Bactérias: 3.000.000-500.000.000;

Actinomicetes: 1.000.000-20.000.000;

Fungos (exceto leveduras): 5.000-900.000;

Leveduras: 1.000-100.000

OBJETIVO

Analisar a diversidade microbiana do solo

MATERIAL

Espátula, álcool, água destilada estéril, swabs, túnel de esterilidade, placas com meio nutriente (bactérias e fungos) e placas com meio inorgânico (algas).

PROCEDIMENTO

Recolher uma amostra do solo (uma pitada, correspondente a ponta da espátula) para diluição em 100 mL de água estéril. Fazer a semeadura nas placas com swab ou cotonete (palinete) como indicado na figura 1.

Incubar no escuro as placas com meio nutriente, a temperatura ambiente, durante uma semana. Fotografar e interpretar.

Incubar as placas com meio inorgânico na luz (indireta) a temperatura ambiente durante 1 mês. Para evitar que o meio seque embrulhar cada placa em papel do tipo rolopac. Fotografar e interpretar.

NOSSO COMENTÁRIO

Os resultados de uma amostragem dos microrganismos do solo em quatro ambientes (pinheiral, mata, pomar e campo de futebol) podem ser vistos na Figura . Quais os fatores ambientais que podem ter interferido no resultado? Quantidade e tipo de nutrientes, umidade, temperatura, adubação.

Os mixomicetos são microrganismos classificados no Reino Protoctista. Seus estágios reprodutivos são parecidos aos dos fungos, razão pela qual durante muito tempo foram assim considerados. Podem ser encontrados em diferentes locais da natureza: chão de floresta, troncos de árvores, sempre locais úmidos e sombreados. Ao longo das saídas de campo a Petrópolis encontramos algumas formas de vida que identificamos como mixomicetos e cultivamos no laboratório com bons resultados.

MATERIAIS

Uma amostra de mixomicetos, um aquário pequeno, um frasco de altura um pouco menor, papel toalha, tesouras, aveia, água destilada, folha plástica de PVC.

MONTAGEM

As amostras coletadas foram mantidas em uma câmara úmida, no laboratório, para observação posterior no estereomicroscópio.

Uma câmara úmida pode ser improvisada colocando em uma placa de Petri um papel de filtro, um chumaço de algodão embebido em água destilada e um pouco de aveia. Contudo, é preferível a montagem a seguir, visualizada nas figuras embaixo. No papel de filtro se coloca a amostra colhida em campo junto com uns grãos de aveia.

Cuidados essenciais: As abas da tira de papel toalha devem permanecer imersas na água, de modo a conservar a umidade. A aveia instantânea não dá bons resultados. É melhor utilizar aveia não industrializada. O filme de PVC com que sefecha o recipiente maior deixa passar o ar e mantém a umidade, que é essencial para a manutenção dos mixomicetos.

CULTURA EM MEIO DE CENOURA

Preparação do meio de cenoura:

1. Retirar a casca de 2 cenouras médias e cortar em pedaços.

2. Extrair o suco de cenoura. No liquidificador, acrescentar uma quantidade equivalente de água destilada e filtrar por um pano. Se for utilizado um juicer, diluir o suco em igual quantidade de água destilada.

3. Colocar o ágar no suco diluído e esquentar até dissolver o ágar.

4. Esterilizar.

5. Deixar esfriar uns minutos antes de distribuir em camada grossa nas placas de Petri previamente esterilizadas.

SEMEADURA E REPIQUE

Uma vez solidificado o meio convém distribuir na superfície do meio alguns discos de papel de filtro estéreis. Com abundância de nutrientes, os mixomicetos crescem e se espalham por toda a placa. Na hora de repicar o cultivo basta transferir o papel ao meio estéril.

As paisagens estão compostas por grandes formações faunísticas e florísticas, que denominamos biomas. Campos, florestas, desertos, praias e montanhas representam os principais biomas conhecidos.

Cada um desses tipos fundamentais pode revelar variantes numerosas, de acordo com suas espécies dominantes e com a natureza da região (clima, altitude, índice pluviométrico etc.).

Dessa forma, distinguimos uma floresta úmida tropical (hileia Amazónica, Mata Atlântica) de uma floresta temperada (florestas de carvalhos europeias) ou de uma floresta de coníferas (matas de pinheiros-do Paraná, no Sul do país).

O protocolo montado para o estudo de uma floresta de pinheiros em Petrópolis (RJ) foi baseado no livro de Gerald Durrell “O Naturalista amador” e as perguntas feitas ao grupo de trabalho foram as seguintes: A luz solar penetra até o chão? Qual o tipo de árvore que predomina? Existem outros tipos de árvore? Quais? Onde? Há plantas com flores? Quais? Onde?Há samambaias (pteridófitos)? Quais? Onde? Há musgos (briófitas)? Quais? Onde? Há liquens? Quais? Onde? Há fungos? Quais? Onde? Há rastros de animais? Que animais podem ser vistos? Onde? Qual a cobertura do solo?

CARACTERIZAÇÃO DA ESPÉCIE DOMINANTE: O PINHEIRO

Como são as folhas? Observam-se estruturas reprodutivas? Onde?Como é a casca da árvore? Qual a vegetação que cresce sobre o tronco? A que altura? Quais os animais que vivem no tronco? A que altura?

DELIMITAR O SETOR A SER ESTUDADO

Delimitar com um barbante ou uma corda um quadrado de 10 x 10m e contar o número de pinheiros dentro do quadrado. Número de pinheiros: __ Número de pinheiros / metro quadrado: __

COMO MEDIR DISTANCIAS EM CAMPO?

Uma das principais dificuldades das medições em campo é a de dispor de instrumentos apropriados. Tradicionalmente foram usadas unidades tais como o pé, a polegada, o palmo, a braçada etc... Atualmente temos alguns aplicativos que informam tanto o número de passos como a distância recorrida. Contudo, nem sempre estão disponíveis. Ainda hoje podemos medir uma distância em passos se tivermos uma boa estimativa do seu valor. Como calcular quanto mede o passo de uma pessoa?

O melhor procedimento é medir com "passos-duplos" a distância selecionada: caminhando a passos normais e percorrendo duas vezes o tramo, numa velocidade um pouco mais lenta que a habitual. Começar com o pé esquerdo e anotar a quantidade de vezes que pisar com o pé direito para completar cada tramo. Depois e só fazer a média do número de "passos-duplos" em 100m, multiplicar por 2 para obter o número de passos simples, e dividindo a distância pelo número de passos se obterá a medida do passo.

CALCULAR A DISTÂNCIA ENTRE OS PINHEIROS

As árvores crescem a certa distância umas de outras. No lugar indicado no plano, qual a distância média entre elas? Responder depois de fazer as medições pertinentes, dentro do quadrado delimitado anteriormente. Qual a distância média entre duas árvores?

CALCULAR A ALTURA MÉDIA DOS PINHEIROS (COMPLEMENTOS TÉCNICOS)

Para medir a altura das árvores, será utilizado o clinômetro. Altura média dos pinheiros: __

CALCULAR O DIÂMETRO DOS PINHEIROS (COMPLEMENTOS TÉCNICOS)

Utilizando uma trena, medir a circunferência dos pinheiros a 1,5 m de altura.

Diâmetro = circunferência média / π

Radio = Diâmetro /2

A IDADE DAS ÁRVORES

Como poderíamos calcular a idade das árvores?

Medir a circunferência da árvore a 1,5 m de altura. Sendo que, grosso modo, a idade em anos será igual à medida em polegadas da circunferência a 1,5 m do solo, podemos estimar a idade dessa árvore (Dica: 1 polegada = 2,5 cm).

O VOLUME DE MADEIRA

Qual o volume de madeira existente no quadrado previamente delimitado? De um ponto de vista utilitário podemos classificar a madeira existente em um determinado entorno em função do diâmetro do tronco: Árvores novas, 1 - 10 cm; Estacas , 12,5 - 22,5 cm; Madeira para serradura, 25 cm ou mais.

Qual seria o volume de madeira para serradura existente em um determinado entorno?

Basta completar a seguinte fórmula : Base (πr2) x altura x número de árvores = __

Essa madeira poderia ser explorada? Observe a presença de parasitas etc.

COBERTURA DO DOSSEL

Com ajuda do densitômetro, calcular a percentagem do solo coberto pelo dossel.

Manter o densitômetro na vertical com ajuda de um nível. Registrar 50 observações ao longo de um caminho triangular previamente traçado. Na tabela, marcar com uma cruz os pontos em que a folhagem pode ser visualizada e com um traço os pontos em que se avista o céu. Calcular a percentagem do solo coberto pelo dossel.

TEMPERATURA E A UMIDADE NA FLORESTA (COMPLEMENTOS TÉCNICOS)

Define-se a umidade relativa do ar como a quantidade de água existente no ar (umidade absoluta) e a quantidade máxima que poderia haver na mesma temperatura (ponto de saturação). Em campo, os estudos sobre umidade relativa costumam ser desenvolvidos em ambientes diferentes e a diferentes alturas do solo, como por exemplo: 0 cm, 30 cm, 90 cm e 150 cm. Deste modo podemos diferenciar pequenos habitats dentro de habitats maiores. Tomar as medições no meio do quadrado marcado previamente.

A SERAPILHEIRA

Colocar uma braçada de folhiço em uma sacola, acrescentar umas gotas de éter o clorofórmio e fechar bem. Aguardar vários minutos. Em uma bandeja branca, separar com pinças os animais do folhiço. Conservar em um frasco.Identificar os animais encontrados.Quais os organismos identificados? Qual a importância dos organismos encontrados na serapilheira?

A VIDA SUBTERRÂNEA

Fazer marcações de cinco em cinco cm em um tubo e PVC (5 a 10 cm de diâmetro; 15 a 30 cm de comprimento). Enterrar o tubo até o final no solo, puxando-o em seguida com cuidado para não perder a coluna de solo. Com auxílio de um filme plástico, fechar as bordas dos tubos e levar o material ao laboratório. Sobre bandejas de plástico, colocar o solo (de diferentes profundidades) bem espalhado. Com auxílio de um pincel em ambiente bem iluminado, iniciar a triagem do material, separando artrópodes, anelídeos, etc.

Houve diferença de distribuição de organismos de acordo com as profundidades?

UMIDADE DO SOLO DA FLORESTA

Pesar 100gr de solo e colocar sobre um recipiente plástico forrado com papel de filtro. Colocar na estufa (40 graus Celsius) ou no sol. Pesar o material diariamente por 5 dias registrando os valores em uma tabela. O que foi observado? Qual a importância destas pesagens?

ACIDEZ DO SOLO DA FLORESTA

Coloque num frasco medidor 100 cm cúbicos de solo e complemente com 250 cm cúbicos de água destilada Misture bem e meça a acidez com uma tira de papel medidor de pH.

O pH do solo ideal para a maioria das culturas fica entre 6 e 7. Uma acidez ligeira reforça o efeito da calagem, torna o solo mais poroso e favorece a absorção de potássio, enxofre, nitrogênio e fosfato. Também precipita os sais de alumínio, ferro, manganês, cobre e zinco impedindo sua absorção em quantidades que poderiam ser tóxicas. E mantém em nível ótimo a atividade de fungos e bactérias.

OS MICRORGANISMOS DO AR E DO SOLO (COMPLEMENTOS TÉCNICOS)

BIBLIOGRAFIA

DURREL G. O Naturalista Amador. São Paulo, Ed. Martins Fontes, 1984.

NOSSO COMENTÁRIO

Em 2008, o naturalista inglês David Attenborough observou que, ao contrário das gerações anteriores, os jovens de hoje não conseguem identificar as plantas e os insetos que são encontrados habitualmente na natureza. Isso porque dificilmente vivenciam uma experiência direta do mundo natural. As causas são múltiplas: vida urbana, diminuição dos espaços abertos, disponibilidade de computadores, celulares e internet, obrigações escolares e extraescolares.

Ironicamente, essa desconexão com o mundo natural acontece em um momento histórico em que a preservação do meio ambiente é considerada como um dos grands compromissos de nossa sociedade.

COMO MEDIR A MASSA SECA (voltar)

A obtenção de massa seca é um procedimento usual de laboratório. A massa vegetal úmida é colocada para desidratar no sol ou na estufa (60 grau Celsius), até que seu peso permaneça constante. Trata-se de um procedimento lento que pode ser acelerado quando se dispõe de um forno de micro-ondas.

MATERIAIS

Biomassa vegetal, recipiente de vidro e/ou papel toalha, balança com sensibilidade adequada ao volume a tratar, um copo com água, forno de micro-ondas. Não esquecer de colocar um copo com água no forno de micro-ondas, para evitar que o material pegue fogo (Já vi esso acontecer). No caso de processar várias amostras, deve-se verificar o conteúdo do copo a cada vez que o forno seja ligado.

PROCEDIMENTO

1. Pesar o recipiente no qual será desidratado o material.

2. Acrescentar o material e pesar o conjunto formado pelo material úmido e o recipiente.

3. Calcular a massa úmida (g) por diferença entre o conjunto anterior e o recipiente.

4. Levar no forno de micro-ondas e esquentar 3 a 5 minutos na potência máxima. Não se esquecer de colocar um copo com água.

5. Pesar novamente o conjunto formado pelo material e o recipiente.

6. Levar novamente ao forno de micro-ondas e esquentar mais um minuto.

7. Pesar novamente o conjunto formado pelo material e o recipiente. Se for verificada uma diminuição da massa, repetir os dois itens anteriores até que o valor permaneça constante (material seco).

8. Calcular a massa seca (g) por diferença entre o valor encontrado no item anterior e o recipiente.

9. Calcular a percentagem de massa seca Ms% = [massa seca (g) / massa úmida (g)] x 100

NOSSO COMENTÁRIO

Os tempos de secagem podem variar, dependendo da potência do forno de micro-ondas.

Figura 1: Plantas de tomate Figura 2: As mesmas plantas, depois da secagem.

COMPOSIÇÃO DE ALGUNS MEIOS DE CULTIVO PARA BACTÉRIAS E FUNGOS (voltar)

Os meios de cultura para bactérias e fungos são habitualmente comprados diretamente aos fornecedores.

CALDO NUTRIENTE PARA BACTÉRIAS (= caldo de carne simples)

Composição: Extrato de carne 3 g, Peptona 5 g, Água destilada 1000 mL

Observação: Na falta dos componentes acima, o caldo pode ser preparado como a seguir: Cortar em pedaços pequenos 500 g de carne sem gordura, acrescentar 900 mL de água e manter na geladeira por 12 horas. Esquentar devagar e ferver por 10 minutos. Acrescentar 5 g de sal (não iodado). Tirar a espuma, deixar esfriar e filtrar duas vezes. Completar o volume a 1000 mL.

ÁGAR NUTRIENTE PARA BACTÉRIAS (= ágar simples)

Composição: Extrato de carne 3 g; peptona 5 g ; ágar 15 g; água destilada 1000 mL

MEIO DE ÁGAR SABOURAUD PARA FUNGOS

Composição: Peptona 10 g; sacarose 40 g; ágar 20 g; água destilada 1.000 ml; pH 5,6

No laboratório de ensino pode-se acrescentar a sacarose aos meios para bactérias afim de favorecer o crescimento de fungos.

MEIO DE ÁGAR-AMIDO PARA FUNGOS
O meio de ágar-amido é utilizado na seleção de microrganismos produtores de amilases e, também, nas culturas de fungos. A atividade amilolítica é revelada colocando meio umas gotas da solução de Lugol que colora o amido (azul) e deixa um halo claro no lugar em que o amido foi digerido.

MORFOLOGIA DAS COLÕNIAS MICROBIANAS (voltar)

Em um meio sólido (agar nutriente), as células bacterianas se multiplicam formando colônias. O critério morfológico (tamanho, forma, estrutura etc.) permite diferenciar uma espécie de outra e pode servir inicialmente de base para medidas de biodiversidade. Contudo, outros critérios complementares (bioquímicos, fisiológicos, genéticos) são indispensáveis para classificar adequadamente os microrganismos.

COMPOSIÇÃO DE UM MEIO DE CULTIVO PARA PROTOZOÁRIOS (voltar)

Os protozoários dão-se melhor com luz moderada, à temperatura de cerca de 20 oC e com pH neutro ou levemente alcalino. Podem usar-se cristalizadores, mas também servem outros recipientes semelhantes. Estes devem manter-se cobertos e o volume da solução constante (aproximadamente de 200 mL).

Há muitos métodos em que se utiliza água de charco sintética, a qual deve ser preparada na forma concentrada e diluída à medida que se quiser usar. Outra forma de se obter água de charco artificial é preparando-se a solução de Chalkey cuja composição química é a seguinte: Cloreto de sódio (NaCl) 11,0 g; Cloreto de potássio (KCl) 0,4 g; Cloreto de cálcio (CaCl2), 0,6 g; Água destilada, avolumar a 1000,0 mL

Para preparar o meio de cultura para protozoários, colocar cerca de 200 mL da solução de Chalkey diluída em cada cristalizador e juntar 5 a 8 grãos de arroz previamente aquecidos. Deixar distâncias iguais entre os grãos, para obter centros de concentração.

Esperar vários dias, até que os grãos apodreçam, antes de se fazer a inoculação. A inoculação pode ser feita com água estagnada, couve, alface. O pH da cultura deve manter-se a cerca de 7, pela adição de 10 a 20 mL de tampão fosfato (pH = 7).

Ë aconselhável fazer observações microscópicas periódicas da infusão, pois com o envelhecimento, desaparecem algumas espécies e se desenvolvem outras. Manter um registro com desenhos das observações e tentar identificar os organismos com ajuda de um manual.

COMPOSIÇÃO DE UM MEIO DE CULTIVO PARA ALGAS (voltar)

Algas podem ser encontradas facilmente nos charcos, lagos, pântanos e riachos, mas como uma vez coletadas as amostras elas não se conservam mais do que uns dias é necessário fazer culturas a partir dos exemplares colhidos.

Na cultura das algas deve ter-se em consideração três fatores principais: temperatura, luz e meio de cultura apropriado. A temperatura ótima de crescimento e manutenção da maior parte das algas e por volta de 20 graus Celsius, embora muitas tolerem uma variação apreciável acima e abaixo deste valor. Em geral as temperaturas mais altas são mais prejudiciais que as mais baixas. A exposição direta aos raios solares deve ser evitada. Se a iluminação normal do laboratório não for o bastante, uma lâmpada fluorescente de 40 watts, afastada de 1 a 2 m das culturas, dará luz suficiente para assegurar o crescimento.

A composição de um meio apropriado para a cultura de algas pode ser o seguinte: Nitrato de potássio (KNO3) 1,00 g; Sulfato de magnésio (MgSO4) 0,25 g; Fosfato de potássio monohidrogenado (K2HPO4) 1,25 g; Água destilada, avolumar a 1000 mL

COMO MEDIR A TEMPERATURA E A UMIDADE DO AR (voltar)

Define-se a umidade relativa do ar como a quantidade de água existente no ar (umidade absoluta) e a quantidade máxima que poderia haver na mesma temperatura (ponto de saturação).

Uma forma simples de medir a umidade é utilizando dois termômetros: um deles com o bulbo seco e o outro com o bulbo úmido, isto é, envolto em uma gaze úmida. O valor da temperatura medido com o termômetro úmido é menor porque a água evapora esfriando o bulbo. Quanto menor é a umidade do ar, maior é a diferença entre as leituras, porque mais água evapora. E, inversamente, quanto maior é a umidade do ar, menor é a evaporação, assim como a diferença entre as duas leituras.

A tabela ao lado indica a umidade relativa para diferentes valores de temperatura, medida com o termômetro de bulbo seco, em função das diferenças observadas entre os valores medidos com ambos os termômetros. quando a temperatura medida com o termômetro seco é de 22 graus Celsius e a diferença entre as leituras (termômetro seco e úmido) é de 3 graus Celsius, a umidade relativa é de 75%.

Em campo, os estudos sobre umidade relativa costumam ser desenvolvidos em ambientes diferentes e a diferentes alturas do solo, como por exemplo: 0 cm, 30 cm, 90 cm e 150 cm. Deste modo podemos diferenciar pequenos habitats dentro de habitats maiores.

FONTE: BSCS/INEC. Biología. Su enseñanza moderna. Buenos Aires, Editorial Estrada, 1970.

PROCEDIMENTO

O observador se colocará a uma distância B da árvore de maneira a visualizar a base e o topo, tal como esquematizado na figura abaixo. A seguir, ele observará o topo do objeto que irá medir através do canudinho; um/a colega fará a leitura do ângulo A e um/a terceiro/a anotará o valor correspondente.

O observador se coloca a uma distância B da árvore de maneira a visualizar a base e o topo. A seguir, ele observará o topo do objeto que irá medir através do canudinho; um/a colega fará a leitura do ângulo A e um/a terceiro/a anotará o valor correspondente. Conhecendo o valor da distância B (como?), a altura h dos olhos do observador e o ângulo A, a altura da árvore pode ser calculada como: A = H + h = B.tg α + h . O valor da tangente α figura em qualquer tabela trigonomêtrica.